Ukr.Biochem.J. 2018; Том 90, № 5, вересень-жовтень, c. 19-27

doi: https://doi.org/10.15407/ubj90.05.019

Вплив хімічних реагентів та УФ-опромінення на активність α-галактозидази Penicillium canescens

02.11.2018   Uncategorized   No comments

Н. В. Борзова, Л. Д. Варбанець

Інститут мікробіології і вірусології ім. Д. К. Заболотного НАН України, Київ;
e-mail: nv_borzova@bigmir.net

Дослідження впливу хімічних і фізичних факторів на конформаційно-функціональні властивості ензимів вносять істотний доробок до вивчення механізму дії промислово важливих протеїнів. Метою роботи було оцінити вплив хімічних реагентів та УФ-опромінення на каталітичні властивості α-галактозидази Penicillium canescens. Активність ензиму визначали за допомогою п-нітрофеніл-α-D-галактопіранозиду. Дослідження функціо­нально активних груп глікозидази проводили на основі інгібіторного та кінетичного аналізу методами Діксона та Лайнуївера-Берка за допомогою специфічних хімічних реагентів. Було показано вірогідне зниження активності α-галактозидази в присутності карбодіімідів, діетилпірокарбонату, реагентів на сульфгідрильні групи. Відмічено УФ-індуковане зниження активності ензиму в діапазоні доз 900-7200 Дж/м2. На основі одержаних даних передбачається важлива роль імідазольної групи гістидину, карбоксильної групи С-кінцевих амінокислот, а також SH-групи цистеїну у проявленні активності α-галактозидази P. canescens.

Ключові слова: , , ,

Посилання:

  1. Kerwin BA, Remmele RL Jr. Protect from light: photodegradation and protein biologics. J Pharm Sci. 2007 Jun;96(6):1468-79. PubMed, CrossRef
  2. Neves-Petersen MT, Petersen S, Gajula GP. UV light effects on proteins: from photochemistry to nanomedicine, in: S. Saha (Ed.), Molecular Photochemistry – Various Aspects, InTech, 2012. CrossRef
  3. Neves-Petersen MT, Klitgaard S, Pascher T, Skovsen E, Polivka T, Yartsev A, Sundström V, Petersen SB. Flash photolysis of cutinase: identification and decay kinetics of transient intermediates formed upon UV excitation of aromatic residues. Biophys J. 2009 Jul 8;97(1):211-26. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  4. Katrolia P, Rajashekhara E, Yan Q, Jiang Z. Biotechnological potential of microbial α-galactosidases. Crit Rev Biotechnol. 2014 Dec;34(4):307-17.  PubMed, CrossRef
  5. Schröder C, Janzer VA, Schirrmacher G, Claren J, Antranikian G. Characterization of two novel heat-active α-galactosidases from thermophilic bacteria. Extremophiles. 2017 Jan;21(1):85-94.  PubMed, CrossRef
  6. Geng X, Tian G, Zhao Y, Zhao L, Wang H, Ng TB. A Fungal α-Galactosidase from Tricholoma matsutake with Broad Substrate Specificity and Good Hydrolytic Activity on Raffinose Family Oligosaccharides. Molecules. 2015 Jul 24;20(8):13550-62. PubMed, CrossRef
  7. Zhao R, Zhao R, Tu Y, Zhang X, Deng L, Chen X. A novel α-galactosidase from the thermophilic probiotic Bacillus coagulans with remarkable protease-resistance and high hydrolytic activity. PLoS One. 2018 May 8;13(5):e0197067. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  8. Huang Y, Zhang H, Ben P, Duan Y, Lu M, Li Z, Cui Z. Characterization of a novel GH36 α-galactosidase from Bacillus megaterium and its application in degradation of raffinose family oligosaccharides. Int J Biol Macromol. 2018 Mar;108:98-104.  PubMed, CrossRef
  9. Pederson DM, Goodman RE. Isozymes of alpha-galactosidase from Bacillus stearothermophilus. Can J Microbiol. 1980 Aug;26(8):978-84. PubMed, CrossRef
  10. Ríos S, Pedregosa AM, Fernández Monistrol I, Laborda F. Purification and molecular properties of an alpha-galactosidase synthesized and secreted by Aspergillus nidulans. FEMS Microbiol Lett. 1993 Aug 15;112(1):35-41. PubMed, CrossRef
  11. Davies G, Henrissat B. Structures and mechanisms of glycosyl hydrolases. Structure. 1995 Sep 15;3(9):853-9.  PubMed, CrossRef
  12.  Buglova TT, Malanchuk VM, Zakharova IYa, Ellanskaya IA, Kulman RA. Isolation, purification and characteristics of fungal α-galactosidase. Mikrobiol Z. 1994;56(4):3–11. (In Russian).
  13. Lowry OH, Rosebrough NJ, Farr AL, Randall RJ. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J Biol Chem. 1951 Nov;193(1):265-75. PubMed
  14. Chaplin M E, Kennedy . E. Carbohydrate analysis – Oxford; Washington: Irl Press. 1986. 228 p.
  15. Cornish-Bowden A. Fundamentals of enzyme kinetics-London: Portland Press. 1999. 344 p.
  16. Kovaleva S V, Dorozko A I, Kagan Z S. Photooxidation and modification by diethylpyrocarbonate of “biosynthetic” L-threonine dehydratase from brewer’s yeast Saccharomyces carlsbergensis. Biokhimiia. 1984;49(8):1253–1261. (In Russian).
  17. Borzova NV., Varbanets LD. Use of chemical modification methods for stabilization of fungal glycosidases. Biotechnologia. 2011;4(6):36-41. (In Russian).
  18. Borzova NV, Gudzenko OV, Varbanets LD. Role of glycosylation in secretion and stability of micromycetes α-galactosidase. Ukr Biochem J. 2014 Nov-Dec;86(6):31-8. PubMed, CrossRef
  19. Holyavka MG, Narozhnaya MN, Ostankova IV, Artyukhov VG. Research of UV-Induced Changes in the Structural and Functional Properties of Inulinases. Radiats Biol Radioecol. 2015 Jul-Aug;55(4):436-41. (In Russian). PubMed
  20. Artyukhov VG, Kovaleva TA, Makarova EL, Kozhokina OM. Influence of UV-radiation on physical-chemical and functional properties of free immobilized glucoamylase from Aspergillus awamori. Radiats Biol Radioecol. 2013 Jul-Aug;53(4):394-400. (In Russian). PubMed
Creative CommonsThis work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.