Ukr.Biochem.J. 2020; Том 92, № 4, липень-серпень, c. 14-23

doi: https://doi.org/10.15407/ubj92.04.014

Відкриття mPTP по-різному впливає на електронтранспортний ланцюг та окисне фосфорилування за окислення сукцинату і NAD-залежних субстратів у пермеабілізованих гепатоцитах щурів

Г. М. Мазур, В. М. Мерлавський, Б. О. Манько, В. В. Манько*

Львівський національний університет імені Івана Франка, Україна;
*e-mail: volodymyr.manko@lnu.edu.ua

Отримано: 10 жовтня 2020; Затверджено: 15 травня 2020

Перевантаження мітохондрій Ca2+ може бути тригером відкривання мітохондріальної пори транзієнтної проникності (mPTP), тривала активація якої призводить до загибелі клітин. АTP-синтазу розглядають як можливий молекулярний компонент пори. Мета роботи – дослідження стану окисного фосфорилування за спричиненої Са2+ активації mPTP у пермеабілізованих гепатоцитах. Гепатоцити ізолювали двостадійним методом Сеглена. Пермеабілізацію гепатоцитів здійснювали дигітоніном. Швидкість споживання кисню визначали за допомогою електрода Кларка. Окисне фосфорилування визначали за співвідношенням АDP-стимульованого дихання до субстратстимульованого дихання. Встановлено, що збільшення концентрації Са2+ у середовищі зумовлює пригнічення ефектів олігоміцину та знижує швидкість АDP- та FCCP-стимульованого дихання за окислення як сукцинату, так і суміші глутамату, пірувату та малату. Інгібітор mPTP цикло­спорин А безпосередньо не впливає на дихання та окисне фосфорилування після підвищення концентрації Са2+ і активації mPTP. Якщо циклоспорин А додавали перед підвищенням концентрації Са2+, робота дихального ланцюга (FCCP-симульоване дихання) не порушувалась, а порушення окисного фосфорилування (ADP-стимульоване дихання) було частковим лише за окислення сукцинату. У підсумку, пригнічення окисного фосфорилування є першим наслідком активації mPTP за рахунок, мабуть, залучення АТP-синтази в цей процес. Ефект є сильнішим і швидшим за окислення NAD-залежних субстратів, ніж за окислення сукцинату, що спричинено нижчою енергізацією мітохондрій.

Ключові слова: , , , ,


Посилання:

  1. Gunter TE, Yule DI, Gunter KK, Eliseev RA, Salteret JD. Calcium and mitochondria. FEBS Lett. 2004;567(1):96-102. PubMed, CrossRef
  2. Territo PR, French SA, Dunleavy MC, Evans FJ, Balaban RS. Calcium activation of heart mitochondrial oxidative phosphorylation: rapid kinetics of mVO2, NADH, AND light scattering. J Biol Chem. 2001;276(4):2586-2599.  PubMed, CrossRef
  3. Merlavsky V, Ikkert O, Manko V. Са2+ influence on respiration processes upon streptozotocin-induced diabetes mellitus. Visnyk Lviv Univ. Biol Series. 2015;(70):294-304. (In Ukrainian).
  4. Kwong JQ, Molkentin JD. Physiological and pathological roles of the mitochondrial permeability transition pore in the heart. Cell Metab. 2015;21(2):206-214. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  5. Petronilli V, Penzo D, Scorrano L, Bernardi P, Di Lisa F. The mitochondrial permeability transition, release of cytochrome c and cell death. Correlation with the duration of pore openings in situ. J Biol Chem. 2001;276(15):12030–12034. PubMed, CrossRef
  6. Bernardi P, Krauskopf A, Basso E, Petronilli V, Blachly-Dyson E, Di Lisa F, Forte MA. The mitochondrial permeability transition from in vitro artifact to disease target. FEBS J. 2006;273(10):2077-2099. PubMed, CrossRef
  7. Halestrap AP. What is the mitochondrial permeability transition pore? J Mol Cell Cardiol. 2009;46(6):821-831. PubMed, CrossRef
  8. Rasola A, Bernardi P. Mitochondrial permeability transition in Ca2+-dependent apoptosis and necrosis. Cell Calcium. 2011;50(3):222-233. PubMed, CrossRef
  9. Giorgio V, von Stockum S, Antoniel M, Fabbro A, Fogolari F, Forte M, Glick GD, Petronilli V, Zoratti M, Szabó I, Lippe G, Bernardi P. Dimers of mitochondrial ATP synthase form the permeability transition pore. Proc Natl Acad Sci USA. 2013;110(15):5887-5892. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  10. Chávez E, Rodríguez JS, García G, García N, Correa F. Oligomycin strengthens the effect of cyclosporin A on mitochondrial permeability transition by inducing phosphate uptake. Cell Biol Int. 2005;29(7):551-558. PubMed, CrossRef
  11. Seglen PO. Preparation of isolated rat liver cells. Methods Cell Biol. 1976;13:29-83. PubMed, CrossRef
  12. Crompton M, Ellinger H, Costi A. Inhibition by cyclosporin A of a Ca2+-dependent pore in heart mitochondria activated by inorganic phosphate and oxidative stress. Biochem J. 1988;255(1):357-360. PubMed, PubMedCentral
  13. Ponomarenko OV, Babich LG, Gorchev VF, Kosterin SO. Studies of Ca2+-dependent smooth muscle mitochondria swelling using flow cytometry and spermine effects on this process. Ukr Biokhim Zhurn. 2006;78(6):38-45. (In Ukrainian). PubMed
  14. Vergun O, Reynolds IJ. Distinct characteristics of Ca2+-induced depolarization of isolated brain and liver mitochondria. Biochim Biophys Acta. 2005; 1709(2):127-137. PubMed, CrossRef
  15. Sparagna GC, Gunter KK, Sheu SS, Gunter TE. Mitochondrial calcium uptake from physiological-type pulses of calcium. A description of the rapid uptake mode. J Biol Chem. 1995;270(46):27510-27515. PubMed, CrossRef
  16. Kröner H. The real kinetics of the mitochondrial calcium uniporter of the liver and its role in cell calcium regulation. Biol Chem Hoppe Seyler. 1988;369(3):149-155. PubMed, CrossRef
  17. Kupynyak NI, Ikkert OV, Shlykov SG, Babich LG, Manko VV. Mitochondrial ryanodine‐sensitive Ca2+ channels of rat liver. Cell Biochem Funct. 2017;35(1):42–49. PubMed, CrossRef
  18. McCormack JG. Characterization of the effects of Ca2+ on the intramitochondrial Ca2+-sensitive enzymes from rat-liver and within intact rat-liver mitochondria. Biochem J. 1985;231(3):581-595. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  19. Johnston JD, Brand MD. Stimulation of the respiration rate of rat liver mitochondria by sub-micromolar concentrations of extramitochondrial Ca2+. Biochem J. 1987;245(1):217-222. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  20. Nicholls DG, Budd SL. Mitochondrial and neuronal survival. Physiol Rev. 2000;80(1):315-360. PubMed, CrossRef
  21. Briston T, Roberts M, Lewis S, Powney B, Staddon JM, Szabadkai G, Duchen MR. Mitochondrial permeability transition pore: sensitivity to opening and mechanistic dependence on substrate availability. Sci Rep. 2017;7(1):10492. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  22. Kondrashova MN, Gogvadze VG, Medvedev BI, Babsky AM. Succinic acid oxidation as only energy support of intensive Ca2+ uptake by mitochondria. Biochem Biophys Res Commun. 1982;109(2):376-381. PubMed, CrossRef

Creative CommonsThis work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.