Ukr.Biochem.J. 2020; Том 92, № 5, вересень-жовтень, c. 62-69

doi: https://doi.org/10.15407/ubj92.05.062

Реорганізація петельних доменів ДНК у бласт-трансформованих лімфоцитах людини і лімфоїдних лейкемічних Т-клітинах лінії Jurkat

24.12.2020   Uncategorized   No comments

К. Афанасьєва1, В. Олефіренко1, А. Мартиняк1, Л. Лукаш2, А. Сиволоб1*

1Київський національний університет імені Тараса Шевченка, Україна;
2Інститут молекулярної біології і генетики НАН України, Київ;
*e-mail: sivolob@univ.kiev.ua

Отримано: 06 квітня 2020; Затверджено: 25 червня 2020

Петельні домени хроматину – важливі елементи як структури хроматину на вищих рівнях його організації, так і системи регуляції транс­крипції. У наших попередніх роботах показано, що деякі важливі риси петельної організації можуть бути досліджені за допомогою кінетичного підходу в електрофорезі ізольованих клітин (кометному електрофорезі). Цю техніку застосовано для оцінки петельної організації ДНК лімфоїд­них клітин: лімфоцитів людини; лімфобластів, культивованих протягом 24 і 44 год; злоякісних Т-клітин лінії Jurkat. Встановлено два параметри, що варіюють залежно від функціонального стану клітин. По-перше, частка ДНК у петлях великого розміру більше ~200 тис. пар основ істотно збільшувалась у (дедиференційованих) клітинах, за проліферації порівняно з термінально диференційованими лімфоцитами. По-друге, лінійна щільність петель, розміри яких не перевищують 200 тис. пар основ, знижувалась у транскрипційно активних клітинах та  підвищувалась за їх  інактивації.

Ключові слова: , , , ,

Посилання:

  1. Dekker J, Marti-Renom MA, Mirny LA. Exploring the three-dimensional organization of genomes: interpreting chromatin interaction data. Nat Rev Genet. 2013;14(6):390-403. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  2. Rao SSP, Huntley MH, Durand NC, Stamenova EK, Bochkov ID,  Robinson JT, Sanborn AL, Machol I, Omer AD, Lander ES, Aiden FL. A 3D map of the human genome at kilobase resolution reveals principles of chromatin looping. Cell. 2014;159(7):1665-1680. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  3. Dekker J, Mirny L. The 3D Genome as moderator of chromosomal communication. Cell. 2016;164(6):1110-1121. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  4. Hansen AS, Cattoglio C, Darzacq X, Tjian R.  Recent evidence that TADs and chromatin loops are dynamic structures. Nucleus. 2018;9(1):20-32. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  5. Sanborn Al, Rao SSP, Huang SC, Durand NC, Huntley MH, Jewett AI, Bochkov ID, Chinnappan D, Cutkosky A, Li J, Geeting KP, Gnirke A, Melnikov A, McKenna D, Stamenova EK, Lander ES, Aiden EL.  Chromatin extrusion explains key features of loop and domain formation in wild-type and engineered genomes. Proc Natl Acad Sci USA. 2015;112(47):E6456-E6465. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  6. Fudenberg G, Imakaev M, Lu C, Goloborodko A, Abdennur N, Mirny LA. Formation of Chromosomal Domains by Loop Extrusion. Cell Rep. 2016;15(9):2038-2049. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  7. Nora EP, Goloborodko A, Valton AL, Gibcus JH, Uebersohn A, Abdennur N, Dekker J, Mirny LA, Bruneau BG. Targeted degradation of CTCF decouples local insulation of chromosome domains from genomic compartmentalization. Cell. 2017;169(5):930-944. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  8. Rao SSP, Huang SC, St Hilaire BG, Engreitz JM, Perez EM, Kieffer-Kwon KR, Sanborn AL, Johnstone SE, Bascom GD, Bochkov ID, Huang X, Shamim MS, Shin J, Turner D, Ye Z, Omer AD, Robinson JT, Schlick T, Bernstein BE, Casellas R, Lander ES, Aiden EL. Cohesin loss eliminates all loop domains. Cell. 2017;171(2):305-320. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  9. Wutz G, Várnai C, Nagasaka K, Cisneros DA, Stocsits RR, Tang W, Schoenfelder S, Jessberger G, Muhar M, Hossain MJ, Walther N, Koch B, Kueblbeck M, Ellenberg J, Zuber J, Fraser P, Peters JM. Topologically associating domains and chromatin loops depend on cohesin and are regulated by CTCF, WAPL, and PDS5 proteins. EMBO J. 2017;36(24):3573-3599. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  10. Vian L, Pękowska A, Rao SSP, Kieffer-Kwon KR, Jung S, Baranello L, Huang  SC, El Khattabi L, Dose M, Pruett N, Sanborn AL, Canela A, Maman Y, Oksanen A, Resch W, Li X, Lee B, Kovalchuk AL, Tang Z, Nelson S, Di Pierro M, Cheng RR, I Machol, B Glenn St Hilaire, Durand NC, Shamim MS, Stamenova EK, Onuchic JN, Ruan Y, Nussenzweig A, Levens D, Aiden EL, Casellas R. The energetics and physiological impact of cohesin extrusion. Cell. 2018;175(1):292-294. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  11. Merkenschlager M, Nora EP. CTCF and cohesin in genome folding and transcriptional gene regulation. Annu Rev Genomics Hum Genet. 2016;17:17-43.
    PubMed, CrossRef
  12. Hansen AS, Hsieh TS, Cattoglio C, Pustova I, Saldaña-Meyer R, Reinberg D, Darzacq X, Tjian R.  Distinct classes of chromatin loops revealed by deletion of an RNA-binding region in CTCF. Mol Cell. 2019;76(3):395-411. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  13. Tang Z, Luo OJ, Li X, Zheng M, Zhu JJ, Szalaj P, Trzaskoma P, Magalska A,  Wlodarczyk J, Ruszczycki B, Michalski P, Piecuch E, Wang P, Wang D, Tian SZ, Penrad-Mobayed M, Sachs LM, Ruan X, Wei CL, Liu ET, Wilczynski GM, Plewczynski D, Li G, Ruan Y. CTCF-mediated human 3D genome architecture reveals chromatin topology for transcription. Cell. 2015;163(7):1611-1627. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  14. Ji X, Dadon DB, Powell BE, Fan ZP, Borges-Rivera D, Shachar S, Weintraub AS, Hnisz D, Pegoraro G, Lee TI, Misteli T, Jaenisch R, Young RA. 3D chromosome regulatory landscape of human pluripotent cells. Cell Stem Cell. 2016;18(2):262-275. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  15. Kieffer-Kwon KR, Nimura K, Rao SSP, Xu J, Jung S, Pekowska A, Dose M, Stevens E, Mathe E, Dong P, Huang SC, Ricci MA, Baranello L, Zheng Y, Ardori FT, Resch  W, Stavreva D, Nelson S, McAndrew M, Casellas A, Finn E, Gregory C, St Hilaire BG, Johnson SM, Dubois W, Cosma MP, Batchelor E, Levens D, Phair RD, Misteli T, Tessarollo L, Hager G, Lakadamyali M, Liu Z, Floer M, Shroff H, Aiden EL, Casellas R. Myc regulates chromatin decompaction and nuclear architecture during B cell activation. Mol Cell. 2017;67(4):566-578. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  16. Bonev B, Cohen NM, Szabo Q, Fritsch L, Papadopoulos GL, Lubling Y, Xu X, Lv X, Hugnot JP, Tanay A, Cavalli G. Multiscale 3D genome rewiring during mouse neural development. Cell. 2017;171(3):557-572. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  17. Pękowska A, Klaus B, Xiang W, Severino J, Daigle N, Klein FA, Oleś M, Casellas R, Ellenberg J, Steinmetz LM, Bertone P, Huber W. Gain of CTCF-anchored chromatin loops marks the exit from naive pluripotency. Cell Syst. 2018;7(5):482-495. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  18. Afanasieva K, Sivolob A. Physical principles and new applications of comet assay. Biophys Chem. 2018;238:1-7. PubMed, CrossRef
  19. Afanasieva K, Zazhytska M, Sivolob A. Kinetics of comet formation in single-cell gel electrophoresis: loops and fragments. Electrophoresis. 2010;31(3):512-519. PubMed, CrossRef
  20. Afanasieva K, Chopei M, Zazhytska M, Vikhreva M, Sivolob A. DNA loop domain organization as revealed by single-cell gel electrophoresis. Biochim Biophys Acta. 2013;1833(12):3237-3244. PubMed, CrossRef
  21. Afanasieva K, Chopei M, Sivolob A. Single nucleus versus single-cell gel electrophoresis: kinetics of DNA track formation. Electrophoresis. 2015;36(7-8):973-977. PubMed, CrossRef
  22. Afanasieva K, Chopei M, Lozovik A, Semenova A, Lukash L, Sivolob A. DNA loop domain organization in nucleoids from cells of different types. Biochem Biophys Res Commun. 2017;483(1):142-146. PubMed, CrossRef
  23. Kaplan O, Aebersold P, Cohen JS. Metabolism of peripheral lymphocytes, interleukin-2-activated lymphocytes and tumor-infiltrating lymphocytes from 31P NMR studies. FEBS Lett. 1989;258(1):55-58. PubMed, CrossRef
  24. Mookerjee BK, Pauly JL.  Mitogenic effect of interleukin-2 on unstimulated human T cells: an editorial review. J Clin Lab Anal. 1990;4(2):138-149. PubMed, CrossRef
  25. Mzali R, Seguin L, Liot C, Auger A, Pacaud P, Loirand G, Thibault C, Pierre J, Bertoglio J. Regulation of Rho signaling pathways in interleukin-2-stimulated human T-lymphocytes. FASEB J. 2005;19(13):1911-1913. PubMed, CrossRef
  26. Bachmann MF, Oxenius A. Interleukin 2: from immunostimulation to immunoregulation and back again. EMBO Rep. 2007;8(12): 1142-1148. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  27. Abraham RT, Weiss A. Jurkat T cells and development of the T-cell receptor signalling paradigm. Nat Rev Immunol. 2004;4(4):301-308. PubMed, CrossRef
Creative CommonsThis work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.