Ukr.Biochem.J. 2020; Том 92, № 6, листопад-грудень, c. 63-76

doi: https://doi.org/10.15407/ubj92.06.063

Функціональна активність циклоспоринчутливої пори в енергізованих і деенергізованих мітохондріях печінки щурів

23.02.2021   Uncategorized   No comments

О. В. Акопова*, Л. І. Колчинська, В. І. Носар

Інститут фізіології ім. О. О. Богомольця НАН України, Київ;
*e-mail: ov_akopova@ukr.net

Отримано: 15 червня 2020; Затверджено: 13 листопада 2020

Вивчено відкривання циклоспорин-чутливої пори (mPTP) в енергізованих і деенергізованих мітохондріях печінки щурів та оцінено вплив мітохондріальної деполяризації на її активність. Активність mPTP оцінювали спектрофотометрично за циклоспоринчутливим набуханням і циклоспоринчутливим виходом Са2+, який спостерігався після блокування Са2+ уніпортеру рутенієвим червоним (RR) в енергізованих мітохондріях та після деполяризації мембрани протонофором СССР. В енергізованих мітохондріях відкривання mPTP у станах низької провідності за концентрацій Са2+ ≤ Ka вносило позитивний вклад у швидкість дихання, не впливаючи на ΔΨm. Проведено оцінку порогових концентрацій Са2+, вище котрих відкривання mPTP призводило до деполяризації. Оцінка активності mPTP за циклоспоринчутливим транспортом Са2+ в умовах мітохондріальної деполяризації показала підвищення початкової швидкості (V0) за зменшення константи швидкості (k) і часу напівперетворення (t1/2), що вказувало на активацію mPTP порівняно з енергізованими мітохондріями. Попри це, в умовах деполяризації спостерігався неповний вихід Са2+ через mPTP. Із застосуванням селективних блокаторів Са2+ уніпортеру та mPTP,  RR і циклоспорину А, знайдено парціальний вклад Са2+ уніпортеру і mPTP в транспорт Са2+. «Титрування» транспортного процесу шляхом внесення RR в різні проміжки часу від скидання потенціалу показало, шо деполяризація різко скорочувала тривалість функціонування mPTP порівняно з енергізованими мітохондріями, що підтверджувалось кінетичними характеристиками циклоспоринчутливого транспорту Са2+ післе зняття ΔΨm. Добавлений із зовнішньої сторони мітохондріальної мембрани  Са2+ здійснював двоякий вплив на активність mPTP: спостерігалась активація в початковий момент часу з подальшим блокуючим ефектом. На підставі експериментів дійшли висновку, що  енергізація мітохондрій необхідна для підтримання функціональної активності mPTP у станах субмаксимальної провідності, тоді як деполяризація мембрани сприяє переходу mPTP до неактивного стану в процесі вивільнення Са2+ із мітохондрій.

Ключові слова: , , ,

Посилання:

  1. De Stefani D, Raffaello A, Teardo E, Szabò I, Rizzuto R. A forty-kilodalton protein of the inner membrane is the mitochondrial calcium uniporter. Nature. 2011;476(7360):336-340. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  2. Biasutto L, Azzolini M, Szabò I, Zoratti M. The mitochondrial permeability transition pore in AD 2016: An update. Biochim Biophys Acta. 2016;1863(10):2515-2530. PubMed, CrossRef
  3. Belosludtsev KN, Dubinin MV, Belosludtseva NV, Mironova GD. Mitochondrial Ca2+ Transport: Mechanisms, Molecular Structures, and Role in Cells. Biochemistry (Mosc). 2019;84(6):593-607. PubMed, CrossRef
  4. Bagur R, Hajnóczky G. Intracellular Ca2+ Sensing: Its Role in Calcium Homeostasis and Signaling. Mol Cell. 2017;66(6):780-788. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  5. Xu Z, Zhang D, He X, Huang Y, Shao H. Transport of Calcium Ions into Mitochondria. Curr Genomics. 2016;17(3):215-219. PubMed, PubMedCentral
  6. Strokin M, Reiser G. Mitochondria from a mouse model of the human infantile neuroaxonal dystrophy (INAD) with genetic defects in VIA iPLA2 have disturbed Ca(2+) regulation with reduction in Ca(2+) capacity. Neurochem Int. 2016;99:187-193. PubMed, CrossRef
  7. Zhou J, Dhakal K, Yi J. Mitochondrial Ca(2+) uptake in skeletal muscle health and disease. Sci China Life Sci. 2016;59(8):770-776. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  8. Belosludtsev KN, Talanov EYu, Starinets VS, Agafonov AV, Dubinin MV, Belosludtseva NV. Transport of Ca2+ and Ca2+-Dependent Permeability Transition in Rat Liver Mitochondria under the Streptozotocin-Induced Type I Diabetes. Cells. 2019;8(9):1014. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  9. Kroemer G, Galluzzi L, Brenner C. Mitochondrial membrane permeabilization in cell death. Physiol Rev. 2007;87(1):99-163. PubMed, CrossRef
  10. Rasola A, Bernardi P. The mitochondrial permeability transition pore and its involvement in cell death and in disease pathogenesis. Apoptosis. 2007;12(5):815-833. PubMed, CrossRef
  11. Zorov DB, Juhaszova M, Yaniv Y, Nuss HB, Wang S, Sollott SJ. Regulation and pharmacology of the mitochondrial permeability transition pore. Cardiovasc Res. 2009;83(2):213-225. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  12. Baines CP, Gutiérrez-Aguilar M. The still uncertain identity of the channel-forming unit(s) of the mitochondrial permeability transition pore. Cell Calcium. 2018;73:121-130. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  13. Szabó I, Bernardi P, Zoratti M. Modulation of the mitochondrial megachannel by divalent cations and protons. J Biol Chem. 1992;267(5):2940-2946. PubMed
  14. Szabo I, Zoratti M. Mitochondrial channels: ion fluxes and more. Physiol Rev. 2014;94(2):519-608. PubMed, CrossRef
  15. Kinnally KW, Peixoto PM, Ryu SY, Dejean LM. Is mPTP the gatekeeper for necrosis, apoptosis, or both? Biochim Biophys Acta. 2011;1813(4):616-622. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  16. Ichas F, Mazat JP. From calcium signaling to cell death: two conformations for the mitochondrial permeability transition pore. Switching from low- to high-conductance state. Biochim Biophys Acta. 1998;1366(1-2):33-50. PubMed, CrossRef
  17. Elrod JW, Wong R, Mishra S, Vagnozzi RJ, Sakthievel B, Goonasekera SA, Karch J, Gabel S, Farber J, Force T, Brown JH, Murphy E, Molkentin JD. Cyclophilin D controls mitochondrial pore-dependent Ca(2+) exchange, metabolic flexibility, and propensity for heart failure in mice. J Clin Invest. 2010;120(10):3680-3687. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  18. Akopova OV. The role of mitochondrial permeability transition pore in transmembrane Ca2+-exchange in mitochondria. Ukr Biokhim Zhurn. 2008;80(3):40-47.(In Russian). PubMed
  19. Akopova OV, Nosar VI, Mankovska IN, Sagach VF.  The effect of Ca(2+)-induced opening of cyclosporine-sensitive pore on the oxygen consumption and functional state of rat liver mitochondria. Ukr Biokhim Zhurn. 2013;85(5):37-49. (In Russian). PubMed, CrossRef
  20. Akopova OV, Kolchinskaya LI, Nosar VI, Bouryi VA, Mankovska IN, Sagach VF. Cytochrome C as an amplifier of ROS release in mitochondria. Fiziol Zh. 2012;58(1):3-12. PubMed
  21. De Marchi E, Bonora M, Giorgi C, Pinton P. The mitochondrial permeability transition pore is a dispensable element for mitochondrial calcium efflux. Cell Calcium. 2014;56(1):1-13. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  22. Petronilli V, Cola C, Massari S, Colonna R, Bernardi P. Physiological effectors modify voltage sensing by the cyclosporin A-sensitive permeability transition pore of mitochondria. J Biol Chem. 1993;268(29):21939-21945. PubMed
  23. Lim TS, Dávila A, Wallace DC, Burke P. Assessment of mitochondrial membrane potential using an on-chip microelectrode in a microfluidic device. Lab Chip. 2010;10(13):1683-1688. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  24. Schwerzmann K, Cruz-Orive LM, Eggman R, Sänger A, Weibel ER. Molecular architecture of the inner membrane of mitochondria from rat liver: a combined biochemical and stereological study. J Cell Biol. 1986;102(1):97-103. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  25. Bernardi P, Veronese P, Petronilli V. Modulation of the mitochondrial cyclosporin A-sensitive permeability transition pore. I. Evidence for two separate Me2+ binding sites with opposing effects on the pore open probability. J Biol Chem. 1993;268(2):1005-1010. PubMed
  26. Chernyak BV, Bernardi P. The mitochondrial permeability transition pore is modulated by oxidative agents through both pyridine nucleotides and glutathione at two separate sites. Eur J Biochem. 1996;238(3):623-630. PubMed, CrossRef
  27. Kowaltowski AJ, Castilho RF, Vercesi AE. Ca(2+)-induced mitochondrial membrane permeabilization: role of coenzyme Q redox state. Am J Physiol. 1995;269(1 Pt 1):C141-C147. PubMed, CrossRef
  28. Kowaltowski AJ, Castilho RF, Vercesi AE. Opening of the mitochondrial permeability transition pore by uncoupling or inorganic phosphate in the presence of Ca2+ is dependent on mitochondrial-generated reactive oxygen species. FEBS Lett. 1996;378(2):150-152. PubMed, CrossRef
  29. Connern CP, Halestrap AP. Chaotropic agents and increased matrix volume enhance binding of mitochondrial cyclophilin to the inner mitochondrial membrane and sensitize the mitochondrial permeability transition to [Ca2+]. Biochemistry. 1996;35(25):8172-8180. PubMed, CrossRef
  30. Igbavboa U, Pfeiffer DR. Regulation of reverse uniport activity in mitochondria by extramitochondrial divalent cations. Dependence on a soluble intermembrane space component. J Biol Chem. 1991;266(7):4283-4287.  PubMed
  31. Kröner H.  Ca2+ ions, an allosteric activator of calcium uptake in rat liver mitochondria. Arch Biochem Biophys. 1986;251(2):525-535. PubMed, CrossRef
  32. Gunter KK, Zuscik MJ, Gunter TE. The Na(+)-independent Ca2+ efflux mechanism of liver mitochondria is not a passive Ca2+/2H+ exchanger. J Biol Chem. 1991;266(32):21640-21648. PubMed
  33. Vercesi AE, Castilho RF, Kowaltowski AJ, de Oliveira HCF , de Souza-Pinto NC, Figueira TR, Busanello ENB. Mitochondrial calcium transport and the redox nature of the calcium-induced membrane permeability transition. Free Radic Biol Med. 2018;129:1-24. PubMed, CrossRef
  34. Aronis A, Komarnitsky R, Shilo S, Tirosh O. Membrane depolarization of isolated rat liver mitochondria attenuates permeability transition pore opening and oxidant production. Antioxid Redox Signal. 2002;4(4):647-654. PubMed, CrossRef
Creative CommonsThis work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.