Ukr.Biochem.J. 2022; Том 94, № 1, січень-лютий, c. 44-52

doi: https://doi.org/10.15407/ubj94.01.044

Окисна модифікація протеїнів та активність антиоксидантних ензимів у мітохондріях печінки щурів за лазерного опромінення та введення ω-3 поліненасичених жирних кислот

16.05.2022   Uncategorized   No comments

О. В. Кеца*, М. О. Зелінська, М. М. Марченко

Чернівецький національний університет імені Юрія Федьковича, Чернівці, Україна;
*e-mail: o.ketsa@chnu.edu.ua

Отримано: 12 серпня 2021; Затверджено: 21 січня 2022

Досліджено вплив лазерного опромінення щурів у поєднанні з введенням омега-3 поліненасичених жирних кислот (ω-3 ПНЖК) на окисну модифікацію протеїнів і на активність супероксиддисмутази та каталази у мітохондріальній фракції печінки. Тварин опромінювали 650 нм лазерним діодом щодня у ділянці черевної порожнини протягом 4 хв на відстані 10 см від поверхні шкіри. ω-3 ПНЖК вводили per os у добовій дозі 120 мг/кг маси тіла. Жирні кислоти у риб’ячому жирі ідентифікували методом газової хроматографії. Тварин було поділено на п’ять груп (по 12 у кожній): І – інтактні щури (контроль); II – щури, яких опромінювали щодня лазером протягом 7 або 14 днів; III – щури, які отримували ω-3 ПНЖК через дві години після опромінення; IV – щури, які отримували ω-3 ПНЖК за дві години до опромінення; V – щури, які отримували ω-3 ПНЖК упродовж 7 днів до опромінення. Мітохондріальну фракцію печінки щурів отримували диференціальним центрифугуванням. Після семиденного лазерного опромінення у щурів виявлено збільшення вмісту карбонільних та зменшення вмісту тіолових груп протеїнів у мітохондріях печінки. Зі збільшенням тривалості опромінення активність супероксиддисмутази та каталази зменшувалася, що свідчило про виснаження мітохондріальних антиоксидантних резервів. За введення ω-3 ПНЖК через дві години після лазерного опромінення антиоксидантного ефекту не спостерігали, а за введенні ω-3 ПНЖК за 2 години до опромінення було виявлено незначний антиоксидантний ефект. Введення ω-3 ПНЖК (протягом 7 днів) перед лазерним опроміненням було найефективнішим, оскільки супроводжувалось зниженням вмісту карбонільних похідних та пригніченням утворення O2•-, підвищенням вмісту SH-груп протеїнів та активності антиоксидантних ензимів.

Ключові слова: , , , , , ,

Посилання:

  1. Kisselev SB, Moskvin SV. The Use of Laser Therapy for Patients with Fibromyalgia: A Critical Literary Review. J Lasers Med Sci. 2019;10(1):12-20. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  2. Yuan X, Song Y, Song Y, Xu J, Wu Y, Glidle A, Cusack M, Ijaz UZ, Cooper JM, Huang WE, Yin H. Effect of Laser Irradiation on Cell Function and Its Implications in Raman Spectroscopy. Appl Environ Microbiol. 2018;84(8):e02508-e02517. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  3. Zecha JA, Raber-Durlacher JE, Nair RG, Epstein JB, Sonis ST, Elad S, Hamblin MR, Barasch A, Migliorati CA, Milstein DMJ, Genot MT, Lansaat L, van der Brink R, Arnabat-Dominguez J, van der Molen L, Jacobi I, van Diessen J, de Lange J, Smeele LE, Schubert MM, Bensadoun RJ. Low level laser therapy/photobiomodulation in the management of side effects of chemoradiation therapy in head and neck cancer: part 1: mechanisms of action, dosimetric, and safety considerations. Support Care Cancer. 2016;24(6):2781-2792. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  4. Hamblin MR. Mechanisms and applications of the anti-inflammatory effects of photobiomodulation. AIMS Biophys. 2017;4(3):337-361.
    PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  5. Misra SK, Sharp JS. Enabling Real-Time Compensation in Fast Photochemical Oxidations of Proteins for the Determination of Protein Topography Changes. J Vis Exp. 2020;(163):10.3791/61580. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  6. Saghaei Bagheri H, Rasta SH, Mohammadi SM, Rahimi AAR, Movassaghpour A, Charoudeh HN. Low-Level Laser Irradiation Modulated Viability of Normal and Tumor Human Lymphocytes In Vitro. J Lasers Med Sci. 2020;11(2):174-180. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  7. Freitas HR, da Costa Ferreira G, Trevenzoli IH, Oliveira KJ, de Melo Reis RA. Fatty Acids, Antioxidants and Physical Activity in Brain Aging. Nutrients. 2017;9(11):1263. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  8. Yang J, Fernández-Galilea M, Martínez-Fernández L, González-Muniesa P, Pérez-Chávez A, Martínez JA, Moreno-Aliaga MJ. Oxidative Stress and Non-Alcoholic Fatty Liver Disease: Effects of Omega-3 Fatty Acid Supplementation. Nutrients. 2019;11(4):872. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  9. Chen X, Chen C, Fan S, Wu S, Yang F, Fang Z, Fu H, Li Y. Omega-3 polyunsaturated fatty acid attenuates the inflammatory response by modulating microglia polarization through SIRT1-mediated deacetylation of the HMGB1/NF-κB pathway following experimental traumatic brain injury. J Neuroinflammation. 2018;15(1):116. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  10. Pirman DA, Efuet E, Ding XP, Pan Y, Tan L, Fischer SM, DuBois RN, Yang P. Changes in cancer cell metabolism revealed by direct sample analysis with MALDI mass spectrometry. PLoS One. 2013;8(4):e61379. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  11. Gutiérrez S, Svahn SL, Johansson ME. Effects of Omega-3 Fatty Acids on Immune Cells. Int J Mol Sci. 2019;20(20):5028. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  12. Edition E. Guide for the care and use of laboratory animals. Washington: the national academies press, 2011. 246 p.
  13. Ketsa OV, Shmarakov IO, Marchenko MM. Lipid peroxidation in cardiac mitochondrial fraction of rats exposed to different supplementation with polyunsaturated fatty acids. Biochem (Moscow) Suppl Ser B. 2016;10(3):251–257. CrossRef
  14. Weinbach EC. A procedure for isolating stable mitochondria from rat liver and kidney. Anal Biochem. 1961;2:335-343. PubMed, CrossRef
  15. Dubinina EE, Burmistrov SO, Khodov DA, Porotov IG. Oxidative modification of human serum proteins. A method of determining it. Vopr Med Khim. 1995;41(1):24-26. (In Russian). PubMed
  16. Murphy ME, Kehrer JP. Oxidation state of tissue thiol groups and content of protein carbonyl groups in chickens with inherited muscular dystrophy. Biochem J. 1989;260(2):359-364. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  17. Kostenko VA, Tsebrzhinskiy OI. Production of superoxide anion radical and nitric oxide in kidneys tissue sutured with different surgical suture materials. Fiziol Zh. 2000;46(5):56-62. (In Ukrainian). PubMed
  18. Sirota TV. Novel approach to the study od adrenaline auto-oxidation and its use for the measurements of superoxide dismutase activity. Vopr Med Khim. 1999;45(3):263-272. (In Russian). PubMed
  19. Korolyuk MA, Ivanova LI, Mayorova IG, Tokarev VE. A method of determining catalase activity. Lab Delo. 1988;(1):16-19. (In Russian). PubMed
  20. Baki AM, Aydın AF, Vural P, Olgaç V, Doğru Abbasoğlu S, Uysal M. α-Lipoic acid ameliorates the changes in prooxidant-antioxidant balance in liver and brain tissues of propylthiouracil-induced hypothyroid rats. Cell J. 2020;22(Suppl 1):117-124. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  21. Dolgova D, Abakumova T, Gening T, Poludnyakova L, Zolotovskii I, Stoliarov D, Fotiadi A, Khokhlova A, Rafailov E, Sokolovski S. Anti-inflammatory and cell proliferative effect of the 1270 nm laser irradiation on the BALB/c nude mouse model involves activation of the cell antioxidant system. Biomed Opt Express. 2019;10(8):4261-4275. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  22. Hawkins CL, Davies MJ. Detection, identification, and quantification of oxidative protein modifications. J Biol Chem. 2019;294(51):19683-19708. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  23. Yang J, Huan Z, Zhou Y, Sai S, Zhu F, Lv R, Fa X. Effect of low-level laser irradiation on oxygen free radicals and ventricular remodeling in the infarcted rat heart. Photomed Laser Surg. 2013;31(9):447-452. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  24. Brand MD. Mitochondrial generation of superoxide and hydrogen peroxide as the source of mitochondrial redox signaling. Free Radic Biol Med. 2016;100:14-31. PubMed, CrossRef
  25. Fukai T, Ushio-Fukai M. Superoxide dismutases: role in redox signaling, vascular function, and diseases. Antioxid Redox Signal. 2011;15(6):1583-1606.
    PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  26. Rindler PM, Cacciola A, Kinter M, Szweda LI. Catalase-dependent H2O2 consumption by cardiac mitochondria and redox-mediated loss in insulin signaling. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2016;311(5):H1091-H1096. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
Creative CommonsThis work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.