Ukr.Biochem.J. 2023; Том 95, № 6, листопад-грудень, c. 81-96

doi: https://doi.org/10.15407/ubj95.06.081

Реакція антиоксидантної системи проростків пшениці різних генотипів на дію екзогенних прооксидантів: зв’язок зі стійкістю до абіотичних стресорів

04.01.2024   Uncategorized   No comments

Т. О. Ястреб1,2, О. І. Кокорев2, Б. Є. Макаова3, Н. І. Рябчун2,
Т. В. Сахно3, О. П. Дмитрієв4, Ю. Є. Колупаєв2,3*

1Науково-дослідний інститут рослинництва, Прага, Чеська Республіка;
2Інститут рослинництва ім. В. Я. Юр’єва НААН України, Харків, Україна;
3Полтавський державний аграрний університет, Полтава, Україна;
4Інститут клітинної біології та генетичної інженерії НАН України, Київ, Україна;
*e-mail: plant_biology@ukr.net

Отримано: 08 вересня 2023; Виправлено: 03 листопада 2023;
Затверджено: 01 грудня 2023; Доступно онлайн: 18 грудня 2023

Оксидативний стрес є важливим компонентом у розвитку пошкодженнь рослин, спричиненого спекою та посухою. Однак інформація про взаємозв’язок між стійкістю культурних рослин з різними генотипами до чинників навколишнього середовища та їхньою здатністю підтримувати про/антиоксидантний баланс залишається суперечливою. Метою цього дослідження було порівняти ростові реакції та адаптаційні можливості антиоксидантної системи у різних сортів пшениці до дії пероксиду водню та сульфату заліза(ІІ). Для дослідження використовували етіольовані проростки пшениці м’якої озимої (Triticum aestivum L.) сортів Антонівка і Тобак (жаро- та посухостійкі), а також Августина і Досконала (нестійкі до спеки та посухи). Триденні етіольовані проростки піддавали дії агентів окислювального стресу 50 мМ H2O2 або 5 мМ FeSO4 протягом однієї доби. Встановлено, що проростки сортів Антонівка і Тобак, оброблені H2O2 або FeSO4, здатні підтримувати відносно інтенсивний ріст, накопичують значно меншу кількість ендогенного пероксиду водню та продукту пероксидного окислення ліпідів малонового діальдегіду, значно підвищують вміст антоціанів та мають вищу активність антиоксидантних ензимів (супероксиддисмутази і каталази) порівняно з нестійки­ми сортами. Реакція нестійких сортів на дію стресових­ агентів полягала лише у збільшенні вмісту проліну з одночасним зниженням активності СОД та вмісту антоціанів. Виявлені сортові маркери адаптивної стратегії антиоксидантної системи можуть бути використані для розробки нових підходів до скринінгу сортів пшениці з перехресною стійкістю до основних абіотичних стресорів.

Ключові слова: , , , , , ,

Посилання:

  1. Chmielowska-Bąk J, Izbiańska K, Deckert J. Products of lipid, protein and RNA oxidation as signals and regulators of gene expression in plants. Front Plant Sci. 2015;6:405. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  2. Jones DP. Redox theory of aging. Redox Biol. 2015;5:71-79. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  3. Hasanuzzaman M, Bhuyan MHM, Zulfiqar F, Raza A, Mohsin SM, Mahmud JA, Fujita M, Fotopoulos V. Reactive Oxygen Species and Antioxidant Defense in Plants under Abiotic Stress: Revisiting the Crucial Role of a Universal Defense Regulator. Antioxidants (Basel). 2020;9(8):681. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  4. Choudhury FK, Rivero RM, Blumwald E, Mittler R. Reactive oxygen species, abiotic stress and stress combination. Plant J. 2017;90(5):856-867. PubMed, CrossRef
  5. Gautam V, Kaur R, Kohli SK, Verma V, Kaur P, Singh R, Saini P, Arora S, Thukral AK, Karpets YuV, Kolupaev YuE, Bhardwaj R. ROS compartmentalization in plant cells under abiotic stress condition. In: Khan M, Khan N (eds) Reactive oxygen species and antioxidant systems in plants: role and regulation under abiotic stress. Singapore: Springer, 2017, p. 89-114.
  6. Yao Y, He RJ, Xie QL, Zhao XH, Deng XM, He JB, Song L, He J, Marchant A, Chen XY, Wu AM. ETHYLENE RESPONSE FACTOR 74 (ERF74) plays an essential role in controlling a respiratory burst oxidase homolog D (RbohD)-dependent mechanism in response to different stresses in Arabidopsis. New Phytol. 2017;213(4):1667-1681. PubMed, CrossRef
  7. de Carvalho MHC. Drought stress and reactive oxygen species: Production, scavenging and signaling. Plant Signal Behav. 2008;3(3):156-165. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  8. Bartoli CG, Gómez F, Martinez DE, Guiamet JJ. Mitochondria are the main target for oxidative damage in leaves of wheat (Triticum aestivum L.). J Exp Bot. 2004;55(403):1663-1669. PubMed, CrossRef
  9. Ismail A, Mosa KA, Ali MA, Helmy M. Biochemical and molecular markers: unraveling their potential role in screening germplasm for thermotolerance. Eds. Wani SH, Kumar V. In: Heat Stress Tolerance in Plants. John Wiley & Sons Ltd, 2020, p. 47-76. CrossRef
  10. Luna C, Garcia-Seffino L, Arias C, Taleisnik E. Oxidative stress indicators as selection tools for salt tolerance. Plant Breed. 2000;119(4):341-345. cr id=”https://doi.org/10.1046/j.1439-0523.2000.00504.x”]
  11. Hameed A, Goher M, Iqbal N. Heat stress-induced cell death, changes in antioxidants, lipid peroxidation, and protease activity in wheat leaves. J Plant Growth Regul. 2012;31:283-291. CrossRef
  12. Kumar RR, Rai RD. Can wheat beat the heat: understanding the mechanism of thermotolerance in wheat (Triticum aestivum L.). A Review. Cereal Research Commun. 2014;42(1):1-18. CrossRef
  13. Lou L, Li X, Chen J, Li Y, Tang Y, Lv J. Photosynthetic and ascorbate-glutathione metabolism in the flag leaves as compared to spikes under drought stress of winter wheat (Triticum aestivum L.). PLoS One. 2018;13(3):e0194625. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  14. Marinoni LR, Richard GA, Bustos D, Taleisnik EL, Pensiero JF, Zabala JM. Differential response of Trichloris ecotypes from different habitats to drought and salt stress. Theor Exp Plant Physiol. 2020;32:213-229. CrossRef
  15. Kolupaev YuE. Yastreb TO, Ryabchun NI, Kuzmyshyna NV, Shkliarevskyi MA, Barabolia O, Pysarenko VM. Response of Triticum aestivum seedlings of different ecological and geographical origin to heat and drought: relationship with resistance to oxidative stress and osmolyte accumulation. Agricult Forest. 2023;69(2):83-99. CrossRef
  16. Kolupaev YuE, Yastreb TO, Ryabchun NI, Kokorev AI, Kolomatska VP, Dmitriev AP. Redox homeostasis of cereals during acclimation to drought. Theor Exp Plant Physiol. 2023;35(2):133-168. CrossRef
  17. Iseki K, Homma K, Shiraiwa T, Jongdee B, Mekwatanakarn P. The effects of cross-tolerance to oxidative stress and drought stress on rice dry matter production under aerobic conditions. Field Crops Res. 2014;163:18-23. CrossRef
  18. Puckette MC, Weng H, Mahalingam R. Physiological and biochemical responses to acute ozone-induced oxidative stress in Medicago truncatula. Plant Physiol Biochem. 2007;45(1):70-79. PubMed, CrossRef
  19. Sairam RK, Srivastava GC. Induction of oxidative stress and antioxidant activity by hydrogen peroxide treatment in tolerant and susceptible wheat genotypes. Biol Plant. 2000;43:381-386. CrossRef
  20. Sgherri C, Milone MTA, Clijsters H, Navari-Izzo F. Antioxidative enzymes in two wheat cultivars, differently sensitive to drought and subjected to subsymptomatic copper doses. J Plant Physiol. 2001;158: 1439-1447. CrossRef
  21. Gaber A, Yoshimura K, Yamamoto T, Yabuta Y, Takeda T, Miyasaka H, Nakano Y, Shigeoka S. Glutathione peroxidase-like protein of Synechocystis PCC 6803 confers tolerance to oxidative and environmental stresses in transgenic Arabidopsis. Physiol Plant. 2006;128(2):251-262. CrossRef
  22. Yastreb TO, Kolupaev YuE, Kokorev AI, Маkaova BE, Ryabchun NI, Zmiievska OA, Pospielova GD. Indices of antioxidant and osmoprotective systems in seedlings of winter wheat cultivars with different frost resistance. Ukr Biochem J. 2023;95(1):73-84. CrossRef
  23. Kolupaev YuE, Yastreb TO, Salii AM, Kokorev AI, Ryabchun NI, Zmiievska OA, Shkliarevskyi MA. State of antioxidant and osmoprotective systems in etiolated winter wheat seedlings of different cultivars due to their drought tolerance. Zemdirbyste-Agriculture. 2022;109(4):313-322. CrossRef
  24. Bates LS, Waldren RP, Teare ID. Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant Soil. 1973;39:205-207. CrossRef
  25. Bobo-García G, Davidov-Pardo G, Arroqui C, Vírseda P, Marín-Arroyo MR, Navarro M. Intra-laboratory validation of microplate methods for total phenolic content and antioxidant activity on polyphenolic extracts, and comparison with conventional spectrophotometric methods. J Sci Food Agric. 2015;95(1):204-209.  PubMed, CrossRef
  26. Nogués S, Baker NR. Effects of drought on photosynthesis in Mediterranean plants grown under enhanced UV-B radiation. J Exp Bot. 2000;51(348):1309-1317. PubMed, CrossRef
  27. Alscher RG, Erturk N, Heath LS. Role of superoxide dismutases (SODs) in controlling oxidative stress in plants. J Exp Bot. 2002;53(372):1331-1341. PubMed
  28. Kolupaev Yu, Karpets Yu. Oxidative stress and the state of antioxidative system in wheat coleoptiles at the action of hydrogen peroxide and heating. Visn Hark nac agrar univ. Ser Biol. 2008;2(14):42-52.
  29. Gill SS, Tuteja N. Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants. Plant Physiol Biochem. 2010;48(12):909-930. PubMed, CrossRef
  30. Kolupaev YuE, Karpets YuV. Reactive oxygen species and stress signaling in plants. Ukr Biochem J. 2014;86(4):18-35. (In Russian). PubMed,CrossRef
  31. Yang Y, Ma T, Ding F, Ma H, Duan X, Gao T, Yao J. Interactive zinc, iron, and copper-induced phytotoxicity in wheat roots. Environ Sci Pollut Res Int. 2017;24(1):395-404. PubMed, CrossRef
  32. Estevez MS, Malanga G, Puntarulo S. Iron-dependent oxidative stress in Chlorella vulgaris. Plant Sci. 2001;161(1):9-17. CrossRef
  33. Li X, Ma H, Jia P, Wang J, Jia L, Zhang T, Yang Y, Chen H, Wei X. Responses of seedling growth and antioxidant activity to excess iron and copper in Triticum aestivum L. Ecotoxicol Environ Saf. 2012;86:47-53. PubMed, CrossRef
  34. Laxa M, Liebthal M, Telman W, Chibani K, Dietz KJ. The Role of the Plant Antioxidant System in Drought Tolerance. Antioxidants (Basel). 2019;8(4):94. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  35. Chiang CM, Chen SP, Chen LFO, Chiang MC, Chien HL, Lin KH. Expression of the broccoli catalase gene (BoCAT) enhances heat tolerance in transgenic Arabidopsis. J Plant Biochem Biotechnol. 2014;23:266-277. CrossRef
  36. Radchenko MP, Sychuk АM, Morderer YY. Decrease of the herbicide fenoxaprop phytotoxicity in drought conditions: the role of the antioxidant enzymatic system. J Plant Protect Res. 2014;54(4):390-394. CrossRef
  37. Omar AA, Heikal YM, Zayed EM, Shamseldin SAM, Salama YE, Amer KE, Basuoni MM, Abd Ellatif S, Mohamed AH. Conferring of Drought and Heat Stress Tolerance in Wheat (Triticum aestivum L.) Genotypes and Their Response to Selenium Nanoparticles Application. Nanomaterials (Basel). 2023;13(6):998. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  38. Fabro G, Kovács I, Pavet V, Szabados L, Alvarez ME. Proline accumulation and AtP5CS2 gene activation are induced by plant-pathogen incompatible interactions in Arabidopsis. Mol Plant Microbe Interact. 2004;17(4):343-350. PubMed, CrossRef
  39. Miller G, Honig A, Stein H, Suzuki N, Mittler R, Zilberstein A. Unraveling delta1-pyrroline-5-carboxylate-proline cycle in plants by uncoupled expression of proline oxidation enzymes. J Biol Chem. 2009;284(39):26482-26492. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  40. Liang X, Zhang L, Natarajan SK, Becker DF. Proline mechanisms of stress survival. Antioxid Redox Signal. 2013;19(9):998-1011. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  41. Sami F, Yusuf M, Faizan M, Faraz A, Hayat S. Role of sugars under abiotic stress. Plant Physiol Biochem. 2016;109:54-61. PubMed, CrossRef
  42. Gangola MP, Ramadoss BR. Sugars play a critical role in abiotic stress tolerance in plants. In: Wani SH (ed) Biochemical, physiological and molecular avenues for combating abiotic stress tolerance in plants, Academic Press, 2018, p. 17-38. CrossRef
  43. Ende WV, Peshev D. Sugars as antioxidants in plants. In: Tuteja N, Gill S (eds) Crop improvement under adverse conditions. Springer, New York, 2013, p. 285-307. CrossRef
  44.  Hu M, Shi Z, Zhang Z, Zhang Y, Li H. Effects of exogenous glucose on seed germination and antioxidant capacity in wheat seedlings under salt stress. Plant Growth Regul. 2012;68(2):177-188. CrossRef
  45. Guimarães GF, Gorni PH, Vitolo HF, Vitolo HF, Carvalho MEA, Pacheco AC. Sweetpotato tolerance to drought is associated to leaf concentration of total chlorophylls and polyphenols. Theor Exp Plant Physiol. 2021;33:385-396. CrossRef
  46. Melaouhi A, Baraza E, Escalona JM, El-AouOuad H, Mahjoub I, Bchir A, Braham M, Bota J. Physiological and biochemical responses to water deficit and recovery of two olive cultivars (Olea europaea L., Arbequina and Empeltre cvs.) under mediterranean conditions. Theor Exp Plant Physiol. 2021;33:369-383. CrossRef
Creative CommonsThis work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.