Ukr.Biochem.J. 2024; Том 96, № 1, січень-лютий, c. 73-79

doi: https://doi.org/10.15407/ubj96.01.073

Вільнорадикальні процеси в мітохондріях печінки щурів, які зазнали впливу діетилфталату

29.02.2024   Uncategorized   No comments

О. В. Кеца*, А. П. Гуслякова, М. М. Марченко

Чернівецький національний університет імені Юрія Федьковича, Чернівці, Україна;
*e-mail: o.ketsa@chnu.edu.ua

Отримано: 11 жовтня 2023; Виправлено: 28 листопада 2023;
Затверджено: 01 лютого 2024; Доступно онлайн: 26 лютого 2024

На сьогоднішній день залишаються не зрозумілими механізми впливу ксенобіотика діетилфталату (ДЕФ) на вільнорадикальні процеси в клітинах печінки, в яких він не тільки метаболізується, але й може проявляти прооксидантну дію. Метою наших досліджень було визначення утворення активних форм кисню (АФК), інтенсивності окисної модифікації протеїнів (ОМП) та протеолітичної активності у мітохондріальній фракції печінки щурів за впливу діетил­фталату. Білих безпородних щурів розділили на три групи: І – інтактні тварини (контроль), ІІ та ІІІ – щури, яким вводили ДЕФ перорально протягом трьох тижнів у дозах 2,5 і 5,4 мг/кг маси тіла, відповідно. На 14 і 21 добу після початку введення ксенобіотиків тварин евтаназували. З печінки щурів виділяли мітохондріальну фракцію та визначали рівні супероксидного та гідроксильного радикалів, карбонільних похідних протеїнів, SH-груп і основ Шиффа. Протеолітичну активність оцінювали в тесті на розщеплення гемоглобіну. Введення ДЕФ щурам у дозі 2,5 мг/кг ініціювало утворення АФК та інтенсифікацію ОМП у мітохондріях печінки лише при введенні протягом 21 дня, тоді як за введення ДЕФ в дозі 5,4 мг/кг спостерігали інтенсифікацію цих процесів вже на 14-й день з наступним посиленням на 21-й день. Встановлено, що активність протеолітичних ензимів у мітохондріальній фракції залежить від ступеня ДЕФ-індукованої ОМП, а саме підвищується за незначної інтенсифікації ОМП та знижується у разі значної інтенсифікації вільнорадикального окислення протеїнів.

Ключові слова: , , , , , ,

Посилання:

  1. Cadenas S. Mitochondrial uncoupling, ROS generation and cardioprotection. Biochim Biophys Acta Bioenerg. 2018;1859(9):940-950. PubMed, CrossRef
  2. To TL, Cuadros AM, Shah H, Hung WHW, Li Y, Kim SH, Rubin DHF, Boe RH, Rath S, Eaton JK, Piccioni F, Goodale A, Kalani Z, Doench JG, Root DE, Schreiber SL, Vafai SB, Mootha VK. A Compendium of Genetic Modifiers of Mitochondrial Dysfunction Reveals Intra-organelle Buffering. Cell. 2019;179(5):1222-1238.e17. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  3. Zhang YJ, Guo JL, Xue JC, Bai CL, Guo Y. Phthalate metabolites: Characterization, toxicities, global distribution, and exposure assessment. Environ Pollut. 2021;291:118106. PubMed, CrossRef
  4. Andersen FA. Dibutyl, Dimethyl, and Diethyl Phthalate and Butyl Benzyl Phthalate. Int J Toxicol. 2017;36(5_suppl2):44S-45S. PubMed, CrossRef
  5. Mondal S, Ghosh S, Bhattacharya S, Mukherjee S. Chronic dietary administration of lower levels of diethyl phthalate induces murine testicular germ cell inflammation and sperm pathologies: Involvement of oxidative stress. Chemosphere. 2019;229:443-451 PubMed, CrossRef
  6. Yang L, Jiang L, Sun X, Li J, Wang N, Liu X, Yao X, Zhang C, Deng H, Wang S, Yang G. DEHP induces ferroptosis in testes via p38α-lipid ROS circulation and destroys the BTB integrity. Food Chem Toxicol. 2022;164:113046. PubMed, CrossRef
  7. Aranda-Rivera AK, Cruz-Gregorio A, Aparicio-Trejo OE, Pedraza-Chaverri J. Mitochondrial Redox Signaling and Oxidative Stress in Kidney Diseases. Biomolecules. 2021;11(8):1144. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  8. Białas AJ, Sitarek P, Miłkowska-Dymanowska J, Piotrowski WJ, Górski P. The Role of Mitochondria and Oxidative/Antioxidative Imbalance in Pathobiology of Chronic Obstructive Pulmonary Disease. Oxid Med Cell Longev. 2016;2016:7808576. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  9. Zhang J, Qiao W, Luo Y. Mitochondrial quality control proteases and their modulation for cancer therapy. Med Res Rev. 2023;43(2):399-436.
    PubMed, CrossRef
  10. Edition E. Guide for the care and use of laboratory animals. Washington: the national academies press, 2011. 246 p. CrossRef
  11. Wang Y, Zhu H, Kannan K. A Review of Biomonitoring of Phthalate Exposures. Toxics. 2019;7(2):21. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  12. Weinbach EC. A procedure for isolating stable mitochondria from rat liver and kidney. Anal Biochem. 1961;2:335-343. PubMed, CrossRef
  13. Kostenko VA, Tsebrzhinskiy OI. Production of superoxide anion radical and nitric oxide in renal tissues sutured with different surgical suture material. Fiziol Zh. 2000;46(5):56-62. (In Ukrainian). PubMed
  14. Tkachenko MM, Sahach VF, Baziliuk OV, Kotsiuruba AV, Popereka HM, Stepanenko LH, Seniuk OF. Age-related characteristics of contractile vascular reactions and the content of oxygen free radicals and nitric oxide metabolites in BALB/c mice in conditions of alienation zone. Fiziol Zh. 2005;51(3):32-41. (In Ukrainian). PubMed
  15. Zaho MJ, Jung L, Tanielian C, Mechin R. Kinetics of the competitive degradation of deoxyribose and other biomolecules by hydroxyl radicals produced by the Fenton reaction. Free Radic Res. 1994;20(6):345-363. PubMed, CrossRef
  16. Ketsa OV, Zelinska MO, Marchenko MM. Proteins oxidative modification and antioxidant enzymes activity in the liver mitochondria of rats under laser irradiation and administration of ω-3 polyunsaturated fatty acids. Ukr Biochem J. 2022;94(1):44-52. CrossRef
  17. Murphy ME, Kehrer JP. Oxidation state of tissue thiol groups and content of protein carbonyl groups in chickens with inherited muscular dystrophy. Biochem J. 1989;260(2):359-364. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  18. Ketsa OV, Marchenko MM. Free radical oxidation in liver mitochondria of tumor-bearing rats and its correction by essential lipophilic nutrients. Ukr Biochem J. 2020;92(1):127-134. CrossRef
  19. Anson ML. The estimation of pepsin, trypsin, papain, and cathepsin with hemoglobin. J Gen Physiol. 1938;22(1):79-89. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  20. Lowry OH, Rosenbrough NJ, Farr AL, Randall RJ. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J Biol Chem. 1951;193(1):265-275. PubMed
  21. Wang L, Lu Z, Zhao J, Schank M, Cao D, Dang X, Nguyen LN, Nguyen LNT, Khanal S, Zhang J, Wu XY, El Gazzar M, Ning S, Moorman JP, Yao ZQ. Selective oxidative stress induces dual damage to telomeres and mitochondria in human T cells. Aging Cell. 2021;20(12):e13513. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  22. Bhatt M, Pandey SS, Tiwari AK, Tiwari BS. Plastid-mediated singlet oxygen in regulated cell death. Plant Biol (Stuttg). 2021;23(5):686-694. PubMed, CrossRef
  23. Jakubczyk K, Dec K, Kałduńska J, Kawczuga D, Kochman J, Janda K. Reactive oxygen species – sources, functions, oxidative damage. Pol Merkur Lekarski. 2020;48(284):124-127. PubMed
  24. Sarniak A, Lipińska J, Tytman K, Lipińska S. Endogenous mechanisms of reactive oxygen species (ROS) generation. Postepy Hig Med Dosw (Online). 2016;70(0):1150-1165. PubMed, CrossRef
  25. Gebicki JM. Electrons initiate efficient formation of hydroperoxides from cysteine. Free Radic Res. 2016;50(9):987-996. PubMed, CrossRef
  26. Szczepanowska K, Trifunovic A. Mitochondrial matrix proteases: quality control and beyond. FEBS J. 2022;289(22):7128-7146. PubMed, CrossRef
Creative CommonsThis work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.