Ukr.Biochem.J. 2015; Том 87, № 5, вересень-жовтень, c. 61-71

doi: http://dx.doi.org/10.15407/ubj87.05.061

Електрохімічний потенціал внутрішньої мембрани мітохондрій та Са(2+)-гомеостаз у клітинах міометрія

Ю. В. Данилович, С. О. Карахім, Г. В. Данилович, О. В. Коломієць, С. О. Костерін

Інститут біохімії ім. О. В. Палладіна НАН України, Київ;
e-mail: danylovych@biochem.kiev.ua

Із використанням Са2+-чутливого флуоресцентного зонда, барвників, які взаємодіють з мітохондріями, та методу лазерної скануючої конфокальної мікроскопії продемонстровано, що руйнування електрохімічного потенціалу на внутрішній мітохондріальній мембрані міоцитів матки протонофором carbonyl cyanidе m-chlorophenyl hуdrazone, CCCP (10 мкМ) та інгібітором IV комплексу дихального ланцюга азидом натрію (1 мМ) супроводжується істотним зростанням концентрації Са2+ в міоплазмі лише у разі дії протонофору, але не азиду натрію.
Зокрема, застосування специфічного щодо мітохондрій барвника nonyl acridine orange (NAO) та 9-аміноакридину, який зв’язується із мембранними компартментами за наявності градієнта протонів, показало, що введення протонофору та інгібітора дихального ланцюга спричинює дисипацію градієнта протонів на внутрішній мітохондріальній мембрані. За допомогою потенціалчутливого флуоресцентного зонда карбоціанінового ряду 3,3′-дигексилоксакарбоціаніну доведено також дисипацію електричного потенціалу мембрани в умовах дії зазначених сполук. Руйнування електрохімічного потенціалу мітохондрій carbonyl cyanidе m-chlorophenyl hуdrazone спричинює значне зростання флуоресценції Са2+-чутливого барвника Fluo-4 AM в міоплазмі клітин гладенького м’яза.
Одержані результати чітко підтверджено методом протокової цитофлуориметрії на ізольованих диференційним центрифугуванням мітохондріях, навантажених Fluo-4 AM. Зокрема, ініційоване додаванням екзогенного Са2+ зростання концентрації катіона в матриксі повністю пригнічується carbonyl cyanidе m-chlorophenyl hуdrazone.
Отже, із застосуванням двох незалежних спектрофлуориметричних методичних підходів, а саме лазерної конфокальної мікроскопії та протокової цитофлуориметрії, із використанням Са2+-чутливого флуоресцентного зонда Fluo-4 АМ на моделях свіжовиділених міоцитів та ізольованих диференційним центрифугуванням мітохондріях гладенького м’яза матки підтверджено важливу роль електрохімічного градієнта внутрішньої мембрани цих органел в механізмах підтримання Са2+-гомеостазу клітин міометрія.

Ключові слова: , , , ,


Посилання:

  1. Kosterin SA, Burdyga ThV, Fomin VP. et al. “Mechanism of Ca2+ transport in myometrium”. Control of Uterine Contractility, Chap. 6, Garfield R. and Tabb T. (eds.), CRC Press Boca Raton, N. Y., 1994: 129-153.
  2. Kostyuk PG., Kostyuk OP, Lukyanets EA. Intracellular calcium signaling: structures and functions. Kiev: Naukova dumka, 2010. 175 p. (In Ukrainian).
  3. Burdyga T, Poul RJ. Calcium homeostasis and signaling in smooth muscle. Muscle: Fundamental Biology and Mechanisms of Disease: chapter 86. 2012: 1155-1172 с.
  4. Csordás G, Várnai P, Golenár T, Sheu SS, Hajnóczky G. Calcium transport across the inner mitochondrial membrane: molecular mechanisms and pharmacology. Mol Cell Endocrinol. 2012 Apr 28;353(1-2):109-13. Epub 2011 Nov 22. Review. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  5. Kosterin SO. Calcium transport in smooth muscle. Kiev: Naukova dumka, 1990. 216 p. (In Russian).
  6. Kolomiets ОV, Danylovych YuV, Danylovych HV, Kosterin SO. Ca2+/H+-exchange in myometrium mitochondria. Ukr Biochem J. 2014 May-Jun;86(3):41-8. Ukrainian. PubMed, CrossRef
  7. Vovkanych LS, Dubytsky LO. Kinetical properties of the H+-stimulated rat liver mitochondria Ca2+ efflux. Exp Clin Physiol Biochem. 2001; 3(5): 34-37. (In Ukrainian).
  8. Kucherenko ME, Voytsitskyy VM. Bioenergy. Kiyv, Vyscha shcola, 1982. 272 p. (In Russian).
  9. Mollard P, Mironneau J, Amedee T, Mironneau C. Electrophysiological characterization of single pregnant rat myometrial cells in short-term primary culture. Am J Physiol. 1986 Jan;250(1 Pt 1):C47-54. PubMed
  10. Danylovych YuV, Danylovych HV, Kolomiets ОV, Kosterin SO, Karakhim SA, Chunikhin AYu. Investigation of nitrosactive compounds influence on polarization of the mitochondrial inner membrane in the rat uterus myocytes using potential sensitive fluorescent probe DiOC6(3). Ukr Biochem J. 2014 Jan-Feb;86(1):42-55. Ukrainian. PubMed, CrossRef
  11. Kolomiiets’ OV, Danylovych IuV, Danylovych HV, Kosterin SO. Ca2+ accumulation study in isolated smooth muscle mitochondria using fluo-4 AM. Ukr Biokhim Zhurn. 2013 Jul-Aug;85(4):30-9. Ukrainian. PubMed, CrossRef
  12. Kucherenko ME, Babenuk YuD, Voytsitskyy VM. Modern methods of biochemical studies: tutorials. Kiyv: Fitosotsiotsentr, 2001. 424 p. (In Russian).
  13. Garcia Fernandez MI, Ceccarelli D, Muscatello U. Use of the fluorescent dye 10-N-nonyl acridine orange in quantitative and location assays of cardiolipin: a study on different experimental models. Anal Biochem. 2004 May 15;328(2):174-80. PubMedCrossRef
  14. Evron Y, McCarty RE. Simultaneous measurement of deltapH and electron transport in chloroplast thylakoids by 9-aminoacridine fluorescence. Plant Physiol. 2000 Sep;124(1):407-14. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  15. Marchetti C, Jouy N, Leroy-Martin B, Defossez A, Formstecher P, Marchetti P. Comparison of four fluorochromes for the detection of the inner mitochondrial membrane potential in human spermatozoa and their correlation with sperm motility. Hum Reprod. 2004 Oct;19(10):2267-76. PubMed, CrossRef
  16. Kalbácová M, Vrbacký M, Drahota Z, Melková Z. Comparison of the effect of mitochondrial inhibitors on mitochondrial membrane potential in two different cell lines using flow cytometry and spectrofluorometry. Cytometry. 2003 Apr;52A(2):110-6. PubMedCrossRef
  17. Danylovych HV, Danylovych YuV, Gorchev VF. Comparative investigation by spectrofluorimetry and flow cytometry of plasma and inner mitochondrial membranes polarization in smooth muscle cell using potential-sensitive probe DiOC6(3). Ukr Biokhim Zhurn. 2011 May-Jun;83(3):99-105. (In Ukrainian). PubMed
  18. Babich LG, Shlykov SG, Borisova LA, Kosterin SA. Energy-dependent Ca2+-transport in intracellular smooth muscle structures. Biokhimiia. 1994 Aug;59(8):1218-29. Russian. PubMed
  19. Karapetyants MH, Drakyn SI. General and nonorganic chemistry. Moscow: Chemistry, 1981. 630 p. (In Russian).
  20. Chang S, Lamm SH. Human health effects of sodium azide exposure: a literature review and analysis. Int J Toxicol. 2003 May-Jun;22(3):175-86. Review. PubMed, CrossRef
  21. Ji D, Kamalden TA, del Olmo-Aguado S, Osborne NN. Light- and sodium azide-induced death of RGC-5 cells in culture occurs via different mechanisms. Apoptosis. 2011 Apr;16(4):425-37. PubMed, CrossRef
  22. Gee KR, Brown KA, Chen WN, Bishop-Stewart J, Gray D, Johnson I. Chemical and physiological characterization of fluo-4 Ca(2+)-indicator dyes. Cell Calcium. 2000 Feb;27(2):97-106. PubMedCrossRef
  23. Iakovenko IN, Zhirnov VV. Sodium azide as indirect nitric oxide donor: researches on the rat aorta isolated segments. Ukr Biokhim Zhurn. 2005 Jul-Aug;77(4):120-3. Russian. PubMed

Creative CommonsThis work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.