Ukr.Biochem.J. 2016; Том 88, № 3, травень-червень, c. 46-53

doi: http://dx.doi.org/10.15407/ubj88.03.046

Прооксидантно-антиоксидантний стан зародків в’юна за впливу амідних похідних 1,4-нафтохінону

21.07.2016   Без категорії   No comments

А. О. Безкоровайний1,2, А. Р. Зинь2, Н. П. Гарасим1, Ю. Т. Лень2,3, О. М. Фігурка3, Д. І. Санагурський1

1Львівський національний університет імені Івана Франка, Україна;
2Львівський науково-дослідний експертно-криміналістичний центр МВС України;
3Національний університет «Львівська політехніка», Україна;
e-mail: andriy.bezkorovajnyj@gmail.com

Механізми порушень функціонування клітин, індуковані амідними похідними 1,4-нафтохінону залишаються недостатньо з’ясованими. У роботі досліджували особливості впливу цих похідних на про-/антиоксидантний гомеостаз зародків в’юна Misgurnus fossilis L. в період раннього ембріогенезу. Вивчали вплив 2-хлоро-3-гідрокси-1,4-нафтохінону, 2-хлоро-3-(3-оксо-3-(піпередин-1-іл)пропіламіно)-1,4-наф-тохінону (ФО-1), 2-хлоро-3-(3-(морфолін-4-іл)-3-оксопропіламіно)-1,4-нафтохінону (ФО-2) в концентраціях 10-3, 10-5, 10-7 М на вміст вторинних продуктів пероксидного окислення ліпідів (ТБК-активних продуктів), активність супероксиддисмутази і каталази зародків в’юна. Встановлено, що вміст ТБК-активних продуктів у зародкових клітинах за впливу амідних похідних 1,4-нафтохінону і вихідної сполуки їхнього синтезу (2-хлоро-3-гідрокси-1,4-нафтохінону) дозозалежно знижувався впродовж досліджуваного періоду, тоді як активність супероксиддисмутази та каталази, порівняно з контролем зро­стала. Результати двофакторного дисперсійного аналізу свідчать про те, що переважно на вміст ТБК-активних продуктів і активність супероксиддисмутази впливали 2-хлоро-3-гідрокси-1,4-нафтохінон та амідні похідні 1,4-нафтохінону (ФО-1 та ФО-2). Проте на роботу каталази значну дію мав час розвитку зародків в’юна у порівнянні з досліджуваними похідними 1,4-нафтохінону.

Ключові слова: , , , ,

Посилання:

  1. Kongkathip B, Akkarasamiyo S, Hasitapan K, Sittikul P, Boonyalai N, Kongkathip N. Synthesis of novel naphthoquinone aliphatic amides and esters and their anticancer evaluation. Eur J Med Chem. 2013 Feb;60:271-84.  PubMed, CrossRef
  2. Wellington KW. Understanding cancer and the anticancer activities of naphthoquinones. RSC Advances. 2015;5(26): 20309-38. CrossRef
  3. Pradidphol N, Kongkathip N, Sittikul P, Boonyalai N, Kongkathip B. First synthesis and anticancer activity of novel naphthoquinone amides. Eur J Med Chem. 2012 Mar;49:253-70. PubMed, CrossRef
  4. Klotz LO, Hou X, Jacob C. 1,4-Naphthoquinones: from oxidative damage to cellular and inter-cellular signaling. Molecules. 2014 Sep 17;19(9):14902-18. PubMed, CrossRef
  5. Kumagai Y, Shinkai Y, Miura T, Cho AK. The chemical biology of naphthoquinones and its environmental implications. Annu Rev Pharmacol Toxicol. 2012;52:221-47. Review. PubMed, CrossRef
  6. Al-Ghorbani M, Bushra Begum A,  Zabiulla, Mamatha SV, Khanum Shaukath Ara. Piperazine and morpholine: synthetic preview and pharmaceutical applications. Res J Pharm Technol. 2015;8(5): 611-28. CrossRef
  7. Bezkorovaynyj AO, Zyn AR, Harasym NP, Len JT, Figurka O M, Sanagursky DI. Effect of 1,4-naphthoquinone amide derivatives on morphological changes in loach embryos and larvae. Studia Biologica. 2015;9(3-4):79-88. (In Ukrainian).
  8. Zyn AR, Holovchak NP, Tarnovska AV, Galan MB, Sanagursky DI. Effect of sodium hypochlorite on prooxidant and antioxidant homeostasis of loach embryos during early embryogenesis. Studia Biologica. 2012;6(1):67-76. (In Ukrainian).
  9. Sanagursky DI. Objects of Biophysics: Monograph. Lviv: Publishing Center of Ivan Franko National University of Lviv, 2008. 522 p. (In Ukrainian).
  10. Lowry OH, Rosenbrough NJ, Farr AL, Randall RJ. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J Biol Chem. 1951 Nov;193(1):265-75. PubMed
  11. Timirbulatov RA, Seleznev EI. Method for increasing the intensity of free radical oxidation of lipid-containing components of the blood and its diagnostic significance. Lab Delo. 1981;(4):209-11. (In Russian). PubMed
  12. Kostiuk VA, Potapovich AI, Kovaleva ZhV. A simple and sensitive method of determination of superoxide dismutase activity based on the reaction of quercetin oxidation. Vopr Med Khim. 1990 Mar-Apr;36(2):88-91. (In Russian). PubMed
  13. Korolyuk MA, Ivanova LI, Mayorova IG, Tokarev VE. A method of determining catalase activity. Lab Delo. 1988;(1):16-9. (In Russian). PubMed
  14. Dubin M, Fernandez Villamil SH, Stoppani AO. Inhibition of microsomal lipid peroxidation and cytochrome P-450-catalyzed reactions by beta-lapachone and related naphthoquinones. Biochem Pharmacol. 1990 Apr 1;39(7):1151-60. PubMed, CrossRef
  15. Elingold I, Taboas MI, Casanova MB, Galleano M, Silva RS, Menna-Barreto RF, Ventura Pinto A, de Castro SL, Costa LE, Dubin M. Mechanism of action of novel naphthofuranquinones on rat liver microsomal peroxidation. Chem Biol Interact. 2009 Dec 10;182(2-3):213-9.   PubMed, CrossRef
  16. Kargin VI, Motovilov KA, Vyssokikh MYu, Yaguzhinsky LS. Interaction of positively charged ubiquinone analog (MitoQ10) with DT-diaphorase from liver mitochondria. Biol Membr. 2008;25(1):34-40.
  17. Helmut S. Oxidative Stress. Elsevier. 2013. 507 p.
  18. Menshchikova E.B, Lankin VZ, Bondar NK, Krugovykh NF, Trufakin VA. Oxidative stress. Prooxidants and antioxidants. M : The company “Word”,  2006. 556 p. (In Russian).
  19. Ollinger K, Brunmark A. Effect of hydroxy substituent position on 1,4-naphthoquinone toxicity to rat hepatocytes. J Biol Chem. 1991 Nov 15;266(32):21496-503. PubMed
  20. Pritsos CA, Aaronson LM, Pardini RS. Metabolic consequences of dietary 2,3-dichloro-1,4-naphthoquinone (CNQ) in the rat. Alteration in anti-oxidant enzyme activities. Biochem Pharmacol. 1986 Apr 1;35(7):1131-5. PubMed, CrossRef
Creative CommonsThis work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.