Ukr.Biochem.J. 2023; Том 95, № 1, січень-лютий, c. 64-72

doi: https://doi.org/10.15407/ubj95.01.064

Активність ензимів цитохромної ділянки дихального ланцюга мітохондрій нирок щурів за умов різної забезпеченості харчового раціону нутрієнтами

11.07.2023   Uncategorized   No comments

Г. П. Копильчук, О. М. Волощук*

Навчально-науковий інститут біології, хімії і біоресурсів,
Чернівецький національний університет імені Юрія Федьковича, Чернівці, Україна;
*e-mail: o.voloschuk@chnu.edu.ua

Отримано: 07 лютого 2022; Виправлено: 17 березня 2023;
Затверджено: 13 квітня 2023; Доступно онлайн: 27 квітня 2023

Важливу роль у забезпеченні функціо­нування дихального ланцюга відіграє цитохромна ділянка, до складу якої входять III (убіхінол-цитохром-с-оксидоредуктаза) і IV (цитохромоксидаза) комплекси, що беруть участь у генерації електрохімічного потенціалу (ΔμH+) через транспорт електронів від убіхінолу. Ключовими компонентами цих ензиматичних комплексів є гемовмісні цитохроми, кількість яких значною мірою визначається балансом між процесами синтезу та катаболізму гема. δ-Амінолевулінатсинтаза каталізує перший етап шляху біосинтезу гема, гемоксигеназа є ключовим ензимом деградації гема. У роботі досліджена активність ензимів убіхінол-цитохом с-оксидоредуктазного та цитохромоксидазного комплексів, вміст цитохромів а+а3, b, c, c1 та активність ключових ензимів метаболізму гема у мітохондріях нирок щурів за умов різної забезпеченості раціону протеїном та сахарозою. Встановлено, що під час нутрієнтного дисбалансу у мітохондріях нирок щурів спостерігається зниження активності ензимів убіхінол-цитохром с-оксидоредуктазного та цитохромоксидазного комплексів, при цьому максимальні зміни були у тварин, які споживали низькопротеїновий/високосахарозний раціон. Активність убіхі­нол-цитохром с-оксидоредуктази знижувалась приблизно вдвічі на тлі зниження цитохромоксидазної активності у понад 2,5 раза порівняно з контролем. У нирках тварин усіх дослідних груп спостерігалося зниження вмісту мітохондріальних цитохромів а+а3, b, c, c1, при цьому мінімальні значення були у тварин, яких утримували на низькопротеїновому/високосахарозному раціоні. Водночас спостерігалося зниження активності δ-амінолевулінатсинтази в середньому у 1,5 раза при одночасному підвищенні активності гемоксигенази приблизно вдвічі порівняно з контрольними значеннями, що свідчило про посилення процесів катаболізму гема на тлі сповільнення його синтезу за досліджуваних умов. Встановлене нами підвищення активності гемоксигенази на тлі зниження активності δ-амінолевулінатсинтази може розглядатися як один із можливих механізмів зниження вмісту мітохондріальних цитохромів за умов нутрієнтного дисбалансу, що у свою чергу може призводити до порушення активності ензимів цитохромної ділянки. Отримані результати щодо вмісту цитохромів, активності ензимів цитохромної ділянки та ключових ензимів метаболізму гема у нирках щурів можуть розглядатися як передумови для поглиблення енергетичного дисбалансу за різної забезпеченості раціону сахарозою та протеїном, що у свою чергу може призводити до прогресування пошкодження нирок.

Ключові слова: , , , , ,

Посилання:

  1. Naber T, Purohit S. Chronic Kidney Disease: Role of Diet for a Reduction in the Severity of the Disease. Nutrients. 2021;13(9):3277. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  2. Lozano R, Naghavi M, Foreman K, Lim S, Shibuya K, Aboyans V, Abraham J, Adair T, Aggarwal R, Ahn SY, et al. Global and regional mortality from 235 causes of death for 20 age groups in 1990 and 2010: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2010. Lancet. 2012;380(9859):2095-2128. PubMed, CrossRef
  3. Hallan S, Sharma K. The Role of Mitochondria in Diabetic Kidney Disease. Curr Diab Rep. 2016;16(7):61. PubMed, CrossRef
  4. Le Couteur DG, Solon-Biet SM, Parker BL, Pulpitel T, Brandon AE, Hunt NJ, Wali JA, Gokarn R, Senior AM, Cooney GJ, Raubenheimer D, Cogger VC, James DE, Simpson SJ. Nutritional reprogramming of mouse liver proteome is dampened by metformin, resveratrol, and rapamycin. Cell Metab. 2021;33(12):2367-2379.e4. PubMed, CrossRef
  5. Fotheringham AK, Solon-Biet SM, Bielefeldt-Ohmann H, McCarthy DA, McMahon AC, Ruohonen K, Li I, Sullivan MA, Whiddett RO, Borg DJ, Cogger VC, Ballard WO, Turner N, Melvin RG, Raubenheimer D, Le Couteur DG, Simpson SJ, Forbes JM. Kidney disease risk factors do not explain impacts of low dietary protein on kidney function and structure. iScience. 2021;24(11):103308. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  6. Nam KH, An SY, Joo YS, Lee S, Yun H-R, Jhee JH, Han SH, Yoo T-H, Kang S-W, Park JT. Carbohydrate-Rich Diet Is Associated with Increased Risk of Incident Chronic Kidney Disease in Non-Diabetic Subjects. J Clin Med. 2019;8(6):793. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  7. Mahajan MS, Upasani CD, Upaganlawar AB, Gulecha VS. Renoprotective effect of co-enzyme Q10 and N-acetylcysteine on streptozotocin-induced diabetic nephropathy in rats. Int J Diabetes Clin Res. 2020;7(2):1-12. CrossRef
  8. Ptilovanciv EON, Fernandes GS, Teixeira LC, Reis LA, Pessoa EA, Convento MB, Simões MJ, Albertoni GA, Schor N, Borges FT. Heme oxygenase 1 improves glucoses metabolism and kidney histological alterations in diabetic rats. Diabetol Metab Syndr. 2013;5(1):3. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  9. Amorim RG, Guedes GDS, Vasconcelos SML, Santos JCF. Kidney Disease in Diabetes Mellitus: Cross-Linking between Hyperglycemia, Redox Imbalance and Inflammation. Arq Bras Cardiol. 2019;112(5):577-587. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  10. Lagranha CJ, Fiorino P, Casarini DE, Schaan BD, Irigoyen MC. Molecular bases of diabetic nephropathy. Arq Bras Endocrinol Metabol. 2007;51(6):901-912. PubMed, CrossRef
  11. Donate-Correa J, Martín-Núñez E, Muros-de-Fuentes M, Mora-Fernández C, Navarro-González JF. Inflammatory cytokines in diabetic nephropathy. J Diabetes Res. 2015;2015:948417. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  12. Munusamy S, Saba H, Mitchell T, Megyesi JK, Brock RW, MacMillan-Crow LA. Alteration of renal respiratory Complex-III during experimental type-1 diabetes. BMC Endocr Disord. 2009;9:2. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  13. Katyare SS, Satav JG. Effect of streptozotocin-induced diabetes on oxidative energy metabolism in rat kidney mitochondria. A comparative study of early and late effects. Diabetes Obes Metab. 2005;7(5):555-562. PubMed, CrossRef
  14. Mise K, Galvan DL, Danesh FR. Shaping Up Mitochondria in Diabetic Nephropathy. Kidney360. 2020;1(9):982-992. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  15. Swenson SA, Moore CM, Marcero JR, Medlock AE, Reddi AR, Khalimonchuk O. From Synthesis to Utilization: The Ins and Outs of Mitochondrial Heme. Cells. 2020;9(3):579. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  16. Bailey HJ, Bezerra GA, Marcero JR, Padhi S, Foster WR, Rembeza E, Roy A, Bishop DF, Desnick RJ, Bulusu G, Dailey HA Jr, Yue WW. Human aminolevulinate synthase structure reveals a eukaryotic-specific autoinhibitory loop regulating substrate binding and product release. Nat Commun. 2020;11(1):2813. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  17. Yao H, Peterson AL, Li J, Xu H, Dennery PA. Heme Oxygenase 1 and 2 Differentially Regulate Glucose Metabolism and Adipose Tissue Mitochondrial Respiration: Implications for Metabolic Dysregulation. Int J Mol Sci. 2020;21(19):7123. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  18. Reeves P, Nielsen F, Fahey G. Reeves PG, Nielsen FH, Fahey GC Jr. AIN-93 purified diets for laboratory rodents: final report of the American Institute of Nutrition ad hoc writing committee on the reformulation of the AIN-76A rodent diet. J Nutr. 1993;123(11):1939-1951. PubMed, CrossRef
  19. Voloshchuk OM, Kopylchuk GP. Indicators of the energy supply system in the liver of rats under the conditions of different nutrients content in a diet. Biopolym Cell. 2021;37(4):259-269. CrossRef
  20. Itoh H, Komatsuda A, Ohtani H, Wakui H, Imai H, Sawada K, Otaka M, Ogura M, Suzuki A, Hamada F. Mammalian HSP60 is quickly sorted into the mitochondria under conditions of dehydration. Eur J Biochem. 2002;269(23):5931-5938. PubMed, CrossRef
  21. Claus C, Schönefeld K, Hübner D, Chey S, Reibetanz U, Liebert UG. Activity increase in respiratory chain complexes by rubella virus with marginal induction of oxidative stress. J Virol. 2013;87(15):8481-8492. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  22. Straus W. Colorimetric microdetermination of cytochrome c oxidase. J Biol Chem. 1954;207(2):733-743. PubMed
  23. Sato N, Hagihara B. Spectrophotometric analyses of cytochromes in ascites hepatomas of rats and mice. Cancer Res. 1970;30(7):2061-2068. PubMed
  24. Choi HP, Hong JW, Rhee KH, Sung HC. Cloning, expression, and characterization of 5-aminolevulinic acid synthase from Rhodopseudomonas palustris KUGB306. FEMS Microbiol Lett. 2004;236(2):175-181. PubMed, CrossRef
  25. Converso DP, Taillé C, Carreras MC, Jaitovich A, Poderoso JJ, Boczkowski J. HO-1 is located in liver mitochondria and modulates mitochondrial heme content and metabolism. FASEB J. 2006;20(8):1236-1238. PubMed, CrossRef
  26. Voloshchuk OM, Ursatyy МS, Kopylchuk GP. The NADH-ubiquinone reductase and succinate dehydrogenase activity in the rat kidney mitochondria under the conditions of different protein and sucrose content in the diet. Ukr Biochem J. 2022;94(1):105-113. CrossRef
  27. Voloshchuk OM, Kopylchuk НP. Intensity of free radical processes in rat skeletal muscles under the conditions of different dietary supply with nutrients. Fiziol Zh. 2022;68(4):48-56. (In Ukrainian). CrossRef
  28. Wang Z, Wang Y, Hegg EL. Regulation of the heme A biosynthetic pathway: differential regulation of heme A synthase and heme O synthase in Saccharomyces cerevisiae. J Biol Chem. 2009;284(2):839-847. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  29. Taylor JL, Brown BL. Structural basis for dysregulation of aminolevulinic acid synthase in human disease. J Biol Chem. 2022;298(3):101643. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  30. Handschin C, Lin J, Rhee J, Peyer AK, Chin S, Wu PH, Meyer UA, Spiegelman BM. Nutritional regulation of hepatic heme biosynthesis and porphyria through PGC-1alpha. Cell. 2005;122(4):505-515. PubMed, CrossRef
  31. Morse D, Choi AMK. Heme oxygenase-1: from bench to bedside. Am J Respir Crit Care Med. 2005;172(6):660-670. PubMed, CrossRef
  32. Dong H, Huang H, Yun X, Kim DS, Yue Y, Wu H, Sutter A, Chavin KD, Otterbein LE, Adams DB, Kim YB, Wang H. Bilirubin increases insulin sensitivity in leptin-receptor deficient and diet-induced obese mice through suppression of ER stress and chronic inflammation. Endocrinology. 2014;155(3):818-828. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  33. Lundquist I, Alm P, Salehi A, Henningsson R, Grapengiesser E, Hellman B. Carbon monoxide stimulates insulin release and propagates Ca2+ signals between pancreatic beta-cells. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2003;285(5):E1055-E1063. PubMed, CrossRef
  34. Hosick PA, AlAmodi AA, Storm MV, Gousset MU, Pruett BE, Gray W 3rd, Stout J, Stec DE. Chronic carbon monoxide treatment attenuates development of obesity and remodels adipocytes in mice fed a high-fat diet. Int J Obes (Lond). 2014;38(1):132-139. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  35. Kaliman PA, Strelchenko KV, Barannik TV, Nikitchenko IV, Inshina NN, Pavychenko OV, Fylymonenko VP. Metabolism of heme and hemeproteins and some indices of the antioxidant system in rat erythrocytes and tissues under anemia caused by phenylhydrazine. Fiziol Zh. 2003;49(2):66-72. (In Ukrainian).  PubMed
Creative CommonsThis work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.