Ukr.Biochem.J. 2018; Том 90, № 3, травень-червень, c. 32-40

doi: https://doi.org/10.15407/ubj90.03.032

Взаємозв’язок між концентрацією іонізованого Са і функціонуванням мітохондрій

Л. Г. Бабіч1, С. Г. Шликов1, А. М. Кушнарьова-Вакал1, Н. І. Купиняк2,
В. В. Манько2, В. П. Фомін3, С. О. Костерін1

1Інститут біохімії ім. О. В. Палладіна НАН України, Київ;
e-mail: babich@biochem.kiev.ua;
2Львівський національний університет імені Івана Франка, Україна;
3Університет Делаверу, Ньюарк, США

Мета дослідження – показати взаємозв’язок між концентрацією іонізованого Са ([Ca2+]m) в матриксі мітохондрій та функціональною активністю цих органел. [Ca2+]m визначали за допомогою флуоресцентного барвника Fluo-4, AM. Загальну акумуляцію Ca2+ в мітохондріях визначали за допомогою ізотопного методу з використанням 45Ca2+. Встановлено, що інкубація мітохондрій міометрія в середовищі, до складу якого входить 3 мM Mg2+, призводить до низького рівня [Ca2+]m. Подальше додавання 100 мкM Ca2+ супроводжувалось збільшенням концентрації іонізованого Са в 8 разів, проте, за таких умов, реєстрували низький рівень загальної акумуляції цього катіона. Нормована флуоресценція Са2+-чутливого зонда Fluo-4 у відповідь на додавання Ca2+ була понад 2,5 умовних одиниць. У той же час, [Ca2+]m була значно вище за інкубації мітохондрій в присутності 3 мМ АТР та 3 мМ Mg2+. Подальше додавання 100 мкM Ca2+ супроводжувалось збільшенням концентрації іонізованого Са лише у 2,4 раза, проте реєструвався високий рівень загальної акумуляції цього катіона. У присутності 3 мМ АТР та 3 мМ Mg2+ нормована флуоресценція Са2+-чутливого зонда Fluo-4 у відповідь на додавання Ca2+ була меншою за 1,3 умовних одиниць. У мітохондріях печінки найвищу швидкість поглинання кисню реєстрували в присутності сукцинату, ніж пірувату або α-кетоглутарату. Зауважимо, що у присутності сукцинату нормована флуоресценція Са2+-чутливого зонда Fluo-4 в мітохондріях печінки у відповідь на додавання Ca2+ була меншою за 1,3 умовних одиниць. Отже, дійшли висновку про те, що низький рівень іонізованого Са в матриксі мітохондрій корелює з низькою функціональною активністю і, нав­паки, високий рівень [Ca2+]m корелює з високою функціональною активністю. Зроблено припущення, що  зміни нормованої флуоресценції Са2+-чутливого зонда у відповідь на додавання Ca2+ можна використовувати як тест на функціональну мітохондрійну активність: менше значення нормованої флуоресценції – більше функціональна активність.

Ключові слова: , , , ,


Посилання:

  1. Duchen MR. Mitochondria in health and disease: perspectives on a new mitochondrial biology. Mol Aspects Med. 2004 Aug;25(4):365-451. PubMed, CrossRef
  2. Dedkova EN, Blatter LA. Mitochondrial Ca2+ and the heart. Cell Calcium. 2008 Jul;44(1):77-91. PubMed, CrossRef
  3. Picard M, Wallace DC, Burelle Y. The rise of mitochondria in medicine. Mitochondrion. 2016 Sep;30:105-16. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  4. Contreras L, Drago I, Zampese E, Pozzan T. Mitochondria: the calcium connection. Biochim Biophys Acta. 2010 Jun-Jul;1797(6-7):607-18. PubMed, CrossRef
  5. Griffiths EJ. Mitochondrial calcium transport in the heart: physiological and pathological roles. J Mol Cell Cardiol. 2009 Jun;46(6):789-803. PubMed, CrossRef
  6. Griffiths EJ, Balaska D, Cheng WH. The ups and downs of mitochondrial calcium signalling in the heart. Biochim Biophys Acta. 2010 Jun-Jul;1797(6-7):856-64. PubMed, CrossRef
  7. Bhosale G, Sharpe JA, Sundier SY, Duchen MR. Calcium signaling as a mediator of cell energy demand and a trigger to cell death. Ann N Y Acad Sci. 2015 Sep;1350:107-16. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  8. riffiths EJ, Ocampo CJ, Savage JS, Rutter GA, Hansford RG, Stern MD, Silverman HS. Mitochondrial calcium transporting pathways during hypoxia and reoxygenation in single rat cardiomyocytes. Cardiovasc Res. 1998 Aug;39(2):423-33. PubMed, CrossRef
  9. Miyata H, Lakatta EG, Stern MD, Silverman HS. Relation of mitochondrial and cytosolic free calcium to cardiac myocyte recovery after exposure to anoxia. Circ Res. 1992 Sep;71(3):605-13. PubMed, CrossRef
  10. Pan X, Liu J, Nguyen T, Liu C, Sun J, Teng Y, Fergusson MM, Rovira II, Allen M, Springer DA, Aponte AM, Gucek M, Balaban RS, Murphy E, Finkel T. The physiological role of mitochondrial calcium revealed by mice lacking the mitochondrial calcium uniporter. Nat Cell Biol. 2013 Dec;15(12):1464-72. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  11. Bernardi P, Di Lisa F. The mitochondrial permeability transition pore: molecular nature and role as a target in cardioprotection. J Mol Cell Cardiol. 2015 Jan;78:100-6. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  12. Kosterin SA, Bratkova NF, Kurskiy MD. The role of sarcolemma and mitochondria in calcium-dependent control of myometrium relaxation. Biokhimiia. 1985 Aug;50(8):1350-61. (In Russian). PubMed
  13. Bradford MM. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem. 1976 May 7;72:248-54. PubMed
  14. Lowry OH, Rosebrough NJ, Farr AL, Randall RJ. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J Biol Chem. 1951 Nov;193(1):265-75. PubMed
  15. Mollard P, Mironneau J, Amedee T, Mironneau C. Electrophysiological characterization of single pregnant rat myometrial cells in short-term primary culture. Am J Physiol. 1986 Jan;250(1 Pt 1):C47-54. PubMed, CrossRef
  16. Chance B, Williams GR. Respiratory enzymes in oxidative phosphorylation. III. The steady state. J Biol Chem. 1955 Nov;217(1):409-27. PubMed
  17. Grynkiewicz G, Poenie M, Tsien RY. A new generation of Ca2+ indicators with greatly improved fluorescence properties. J Biol Chem. 1985 Mar 25;260(6):3440-50. PubMed
  18. Fiskum G. Intracellular levels and distribution of Ca2+ in digitonin-permeabilized cells. Cell Calcium. 1985 Apr;6(1-2):25-37. PubMed, CrossRef
  19. Thastrup O, Foder B, Scharff O. The calcium mobilizing tumor promoting agent, thapsigargin elevates the platelet cytoplasmic free calcium concentration to a higher steady state level. A possible mechanism of action for the tumor promotion. Biochem Biophys Res Commun. 1987 Feb 13;142(3):654-60. PubMed, CrossRef
  20. Carafoli E. The fateful encounter of mitochondria with calcium: how did it happen? Biochim Biophys Acta. 2010 Jun-Jul;1797(6-7):595-606. PubMed, CrossRef
  21. Naumova NV, Babich LH, Shlykov SH. Changes of mitochondria membrane potential of the uterine smooth muscle under Mg2+ and Ca2+ influence. Ukr Biokhim Zhurn. 2009 Jul-Aug;81(4):28-31. (In Ukrainian). PubMed
  22. Giorgi C, Romagnoli A, Pinton P, Rizzuto R. Ca2+ signaling, mitochondria and cell death. Curr Mol Med. 2008 Mar;8(2):119-30. PubMed, CrossRef
  23. Parys JB, Decuypere JP, Bultynck G. Role of the inositol 1,4,5-trisphosphate receptor/Ca2+-release channel in autophagy. Cell Commun Signal. 2012 Jul 6;10(1):17. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  24. De Marchi E, Bonora M, Giorgi C, Pinton P. The mitochondrial permeability transition pore is a dispensable element for mitochondrial calcium efflux. Cell Calcium. 2014 Jul;56(1):1-13. PubMed, PubMedCentral, CrossRef

Creative CommonsThis work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.