Ukr.Biochem.J. 2016; Том 88, № 1, січень-лютий, c. 79-87

doi: http://dx.doi.org/10.15407/ubj88.01.079

Роль аміноксидаз за розвитку рабдоміолізу в щурів

О. О. Гудкова, Н. В. Латишко, С. Г. Шандренко

Інститут біохімії ім. О. В. Палладіна НАН України, Київ;
e-mail: ogudkova@biochem.kiev.ua

Оскільки за розвитку різних захворювань у тканинах має місце підвищення рівня активних форм кисню та реактивних альдегідів, в цій роботі ми перевіряли припущення про важливість ролі аміноксидаз (семікарбазидчутливої аміноксидази, діаміноксидази, поліамін­оксидази), які є додатковим джерелом оксидативного та карбонільного стресу в умовах гліцероліндукованого рабдоміолізу в щурів. У нирках і тимусі, що є органами-мішенями за рабдоміолізу, активність аміноксидаз визначали розробленим нами високочутливим флуоресцентним методом. В експерименті in vivo активність аміноксидаз у клітинних фракціях, клітинах та їхніх лізатах вірогідно збільшувалась (у 2,5–4 рази) на 3–6-й день після введення гліцеролу. Зміни активності антиоксидантних ензимів були пов’язані зі стадією рабдоміолізу і залежали від органа. Введення тваринам хелатору металів «Унітіолу» на фоні рабдоміолізу приводило лише до корекції активності антиоксидантних ензимів. Крім того, в експерименті in vitro ми з’ясували, що продукти реакції Фентона (залізо в присутності пероксиду водню) не виявляли ефекту на активність семікарбазидчутливої аміноксидази мікросомальної фракції печінки щурів, тоді як присутність метилгліоксалю підвищувала активність ензиму в 2,5 раза. Комбінація чинників оксидативного та карбонільного стресу мала адитивний ефект на цей показник. Ми припускаємо, що катаболізм біогенних амінів та поліамінів за участю аміноксидаз безпосередньо здатен підсилювати ступінь оксидативно-карбонільного стресу в умовах гліцероліндукованого рабдоміолізу в щурів, а збільшення концентрації продуктів катаболізму в тканинах може бути причиною гострої ниркової недостатності та апоптозу тимоцитів.

Ключові слова: , , , ,


Посилання:

  1. Dalle-Donne I, Rossi R, Colombo R, Giustarini D, Milzani A. Biomarkers of oxidative damage in human disease. Clin Chem. 2006 Apr;52(4):601-23. PubMed, CrossRef
  2. Miyata T, Izuhara Y, Sakai H, Kurokawa K. Carbonyl stress: increased carbonyl modification of tissue and cellular proteins in uremia. Perit Dial Int. 1999;19 Suppl 2:S58-61. PubMed
  3. Khan FY. Rhabdomyolysis: a review of the literature. Neth J Med. 2009 Oct;67(9):272-83. Review. PubMed
  4. Shandrenko SH. Labile iron pool formation in rat’s blood under rhabdomyolysis. Ukr Biokhim Zhurn. 2012 Nov-Dec;84(6):124-30. Ukrainian. PubMed
  5. Chumachenko IM, Kapustyanenko LG, Shandrenko SG. Blood labile iron effect on nitrosative stress development under rat experimental rhabdomyolysis. Studia Biologica. 2012; 6(3): 105-114. (In Ukranian).
  6. Aydogdu N, Erbas H, Atmaca G, Erten O, Kaymak K. Melatonin reduces nitric oxide via increasing arginase in rhabdomyolysis-induced acute renal failure in rats. Ren Fail. 2006;28(5):435-40. PubMed, CrossRef
  7. Bagley WH, Yang H, Shah KH. Rhabdomyolysis. Intern Emerg Med. 2007 Oct;2(3):210-8. Review. PubMed, CrossRef
  8. Abboud HE, Ou SL, Velosa JA, Shah SV, Dousa TP. Dynamics of renal histamine in normal rat kidney and in nephrosis induced by aminonucleoside of puromycin. J Clin Invest. 1982 Feb;69(2):327-36. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  9. Floris G, Mondovi B. Copper amine oxidases: structures, catalytic mechanisms and role in pathophysiology. CRC Press, 2009; 374 p. CrossRef
  10. Yu PH, Zuo DM. Oxidative deamination of methylamine by semicarbazide-sensitive amine oxidase leads to cytotoxic damage in endothelial cells. Possible consequences for diabetes. Diabetes. 1993 Apr;42(4):594-603. PubMed, CrossRef
  11. Yu PH, Zuo DM. Formaldehyde produced endogenously via deamination of methylamine. A potential risk factor for initiation of endothelial injury. Atherosclerosis. 1996 Feb;120(1-2):189-97. PubMed, CrossRef
  12. Wong M, Saad S, Zhang J, Gross S, Jarolimek W, Schilter H, Chen JA, Gill AJ, Pollock CA, Wong MG. Semicarbazide-sensitive amine oxidase (SSAO) inhibition ameliorates kidney fibrosis in a unilateral ureteral obstruction murine model. Am J Physiol Renal Physiol. 2014 Oct 15;307(8):F908-16. PubMed, CrossRef
  13. Duperray A, Mantovani A, Introna M, Dejana E. Endothelial cell regulation of leukocyte infiltration in inflammatory tissues. Mediators Inflamm. 1995;4(5):322-30. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  14. Kaminska AM, Stern LZ, Russell DH. Altered muscle polyamine levels in human neuromuscular diseases. Ann Neurol. 1981 Jun;9(6):605-7. PubMed, CrossRef
  15. Sakata K, Kashiwagi K, Sharmin S, Ueda S, Igarashi K. Acrolein produced from polyamines as one of the uraemic toxins. Biochem Soc Trans. 2003 Apr;31(2):371-4. PubMed, CrossRef
  16. Latyshko N, Gudkova O, Dmytrenko M. Semicarbazide as potential source of formaldehyde and nitric oxide formation. Drugs Therapy Studies. 2012; 2(1): 43-47. CrossRef
  17. Strober W. Trypan blue exclusion test of cell viability. Curr Protoc Immunol. 2001 May;Appendix 3:Appendix 3B. PubMed, CrossRef
  18. Caillet S, Yu H, Lessard S, Lamoureux G, Ajdukovic D, Lacroix M. Fenton reaction applied for screening natural antioxidants. Food Chem. 2007 Jan; 100(2):542-552. CrossRef
  19. Hirakawa K. Fluorometry of hydrogen peroxide using oxidative decomposition of folic acid. Anal Bioanal Chem. 2006 Sep;386(2):244-8. PubMed, CrossRef
  20. Wheeler CR, Salzman JA, Elsayed NM, Omaye ST, Korte DW Jr. Automated assays for superoxide dismutase, catalase, glutathione peroxidase, and glutathione reductase activity. Anal Biochem. 1990 Feb 1;184(2):193-9. PubMed, CrossRef
  21. Eriksson UJ, Borg LA. Protection by free oxygen radical scavenging enzymes against glucose-induced embryonic malformations in vitro. Diabetologia. 1991 May;34(5):325-31. PubMed, CrossRef
  22. Beers RF Jr, Sizer IW. A spectrophotometric method for measuring the breakdown of hydrogen peroxide by catalase. J Biol Chem. 1952 Mar;195(1):133-40. PubMed
  23. Johansson LH, Borg LA. A spectrophotometric method for determination of catalase activity in small tissue samples. Anal Biochem. 1988 Oct;174(1):331-6. PubMed, CrossRef
  24. Bradford MM. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem. 1976 May 7;72(1-2):248-54. PubMed, CrossRef
  25. Vetrano AM, Heck DE, Mariano TM, Mishin V, Laskin DL, Laskin JD. Characterization of the oxidase activity in mammalian catalase. J Biol Chem. 2005 Oct 21;280(42):35372-81. PubMedCrossRef
  26. Prousek J. Fenton chemistry in biology and medicine. Pure Appl Chem. 2007 Jan; 79(12): 2325-2338. CrossRef
  27. Bachrach U, Heimer YM. The Physiology of Polyamines, Vol. 1. CRC Press, Inc. 1989; 368 p.
  28. Latyshko NV, Gudkova LV, Gudkova OA. Effect of polyamines on superoxide dismutase activity under dexamethasone-induced apoptosis in rat thymocytes. Ukr Biokhim Zhurn. 2008 May-Jun;80(3):78-83. PubMed

Creative CommonsThis work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.