Ukr.Biochem.J. 2019; Том 91, № 1, січень-лютий, c. 47-52

doi: https://doi.org/10.15407/ubj91.01.047

Вплив сульфіту на АТPазну активність чинника спряження CF(1), ізольованого із хлоропластів шпинату

10.04.2019   Uncategorized   No comments

О. Б. Онойко, А. П. Хомочкін, О. К. Золотарьова

Інститут ботаніки ім. М. Г. Холодного НАН України, Київ;
e-mail: membrana@ukr.net

Проведені дослідження з розкриття механізмів участі сульфіту в регуляції АТР-синтазного комплексу хлоропластів є актуаль­ними з огляду впливу кислотних дощів на фотосинтетичний апарат рослин. Метою роботи було вивчення дії сульфіту на Ca2+– і Mg2+-залежний гідроліз АТР чинником спряження CF1 із хлоропластів шпинату, які піддавали попередній кислотній інкубації. CF1 ізолювали із хлоропластів шпинату (Spinacia oleracea L.). Латентну (приховану) АТРазну активність CF1 активували додаванням у середовище сульфіту натрію. Швидкість гідролізу АТР визначали за звільненням неорганічного фосфату. За наявності 25 мМ екзогенного сульфіту Mg2+-залежна гідролітична активність CF1 зростала у 7 разів, а Ca2+-залежна – у 3 рази порівняно з контролем. Інгібітори карбоангідрази ацетазоламід або етоксизоламід усували стимуляцію гідролізу АТР сульфітом. Спричинена сульфітом стимуляція Ca2+– і Mg2+-АТРазної активності значно посилювалась після інкубації (5 хв) ізольованого CF1 за рН 3,5 із наступним переведенням у середовище з рН 8,0. За таких умов 1 мМ сульфіт спричиняв 10-кратне прискорення гідролізу АТР. Специфічні інгібітори карбоангідраз (50 мкМ) знімали стимулювальний ефект сульфіту. Одержані дані дозволяють припустити, що сульфіт здатен заміщувати бікарбонат у структурі CF1 після вивільнення зв’язаного НСО3– внаслідок кислотної інкубації.

Ключові слова: , , , , , ,

Посилання:

  1. Hahn A, Vonck J, Mills DJ, Meier T, Kühlbrandt W. Structure, mechanism, and regulation of the chloroplast ATP synthase. Science. 2018 May 11;360(6389). pii: eaat4318. PubMed, CrossRef
  2. Junge W, Nelson N. ATP synthase. Annu Rev Biochem. 2015;84:631-57. PubMed, CrossRef
  3. Malyan AN. Noncatalytic nucleotide binding sites: properties and mechanism of involvement in ATP synthase activity regulation. Biochemistry (Mosc). 2013 Dec;78(13):1512-23.  PubMed, CrossRef
  4. Carrillo LR, Froehlich JE, Cruz JA, Savage LJ, Kramer DM. Multi-level regulation of the chloroplast ATP synthase: the chloroplast NADPH thioredoxin reductase C (NTRC) is required for redox modulation specifically under low irradiance. Plant J. 2016 Sep;87(6):654-63. PubMed, CrossRef
  5. McCarty RE. ATP synthase of chloroplast thylakoid membranes: a more in depth characterization of its ATPase activity. J Bioenerg Biomembr. 2005 Oct;37(5):289-97. PubMed, CrossRef
  6. Larson EM, Jagendorf AT. Sulfite stimulation of chloroplast coupling factor ATPase. Biochim Biophys Acta. 1989;973(1):67-77. CrossRef
  7. Du ZY, Boyer PD. On the mechanism of sulfite activation of chloroplast thylakoid ATPase and the relation of ADP tightly bound at a catalytic site to the binding change mechanism. Biochemistry. 1990 Jan 16;29(2):402-7. PubMed, CrossRef
  8. Schobert B. The effects of sulfite or nitrate on turnover-dependent inhibition in the ATPase from Halobacterium saccharovorum are related to the binding of the second metal ion. Biochemistry. 1993 Dec 7;32(48):13204-11. PubMed, CrossRef
  9. Bakels RH, Van Wielink JE, Krab K, Van Walraven HS. The effect of sulfite on the ATP hydrolysis and synthesis activities in chloroplasts and cyanobacterial membrane vesicles can be explained by competition with phosphate. Arch Biochem Biophys. 1996 Aug 1;332(1):170-4. PubMed, CrossRef
  10. Webster GD, Edwards PA, Jackson JB. Interconversion of two kinetically distinct states of the membrane-bound and solubilised H+-translocating ATPase from Rhodospirillum rubrum. FEBS Lett. 1977 Apr 1;76(1):29-35. PubMed, CrossRef
  11. Grings M, Moura AP, Amaral AU, Parmeggiani B, Gasparotto J, Moreira JC, Gelain DP, Wyse AT, Wajner M, Leipnitz G. Sulfite disrupts brain mitochondrial energy homeostasis and induces mitochondrial permeability transition pore opening via thiol group modification. Biochim Biophys Acta. 2014 Sep;1842(9):1413-22. PubMed, CrossRef
  12. Vasilyeva EA, Minkov IB, Fitin AF, Vinogradov AD. Kinetic mechanism of mitochondrial adenosine triphosphatase. Inhibition by azide and activation by sulphite. Biochem J. 1982 Jan 15;202(1):15-23. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  13. Cappellini P, Turina P, Fregni V, Melandri BA. Sulfite stimulates the ATP hydrolysis activity of but not proton translocation by the ATP synthase of Rhodobacter capsulatus and interferes with its activation by delta muH+. Eur J Biochem. 1997 Sep 1;248(2):496-506. PubMed, CrossRef
  14. Khomochkin AP, Onoiko OB, Semenikhin AV, Zolotareva OK. Reversible pH-dependent activation/inactivation of CF(1)-ATPase of spinach chloroplasts. Ukr Biochem J. 2017;89(4):43-48. CrossRef
  15.  Semenihin AV, Zolotareva OK. Carbonic anhydrase activity of integral-functional complexes of thylakoid membranes of spinach chloroplasts. Ukr Biochem J. 2015 May-Jun;87(3):47-56. PubMed, CrossRef
  16. Guerrero KJ, Xue ZX, Boyer PD. Active/inactive state transitions of the chloroplast F1 ATPase are induced by a slow binding and release of Mg2+. Relationship to catalysis and control of F1 ATPases. J Biol Chem. 1990 Sep 25;265(27):16280-7. PubMed
  17. Murataliev MB, Boyer PD. The mechanism of stimulation of MgATPase activity of chloroplast F1-ATPase by non-catalytic adenine-nucleotide binding. Acceleration of the ATP-dependent release of inhibitory ADP from a catalytic site. Eur J Biochem. 1992 Oct 15;209(2):681-7. PubMed, CrossRef
  18. Zolotareva EK, Tereshchenko AF, Dovbysh EF, Onoiko EB. Effect of alcohols on inhibition of photophosphorylation and electron transport by N, N’-dicyclohexylcarbodiimide in pea chloroplasts. Biochemistry (Mosc). 1997;62(6):631-635.
  19. Strotmann H, Hesse H, Edelmann K. Quantitative determination of coupling factor CF1 of chloroplasts. Biochim Biophys Acta. 1973 Aug 31;314(2):202-10. PubMed, CrossRef
  20. Zolotareva EK, Gasparyan ME, Yaguzhinsky LS. Transfer of tightly-bound tritium from the chloroplast membranes to CF1 is activated by the photophosphorylation process. FEBS Lett. 1990 Oct 15;272(1-2):184-6. PubMed, CrossRef
  21. Lowry OH, Rosebrough NJ, Farr AL, Randall RJ. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J Biol Chem. 1951 Nov;193(1):265-75. PubMed
  22. Nikulina GN. A review of the methods for the colorimetric determination of phosphorus by the formation of molybdenum blue. М. L.: Nauka, 1965. 45 p. (In Russian).
  23. Polishchuk OV, Vodka MV, Belyavskaya NA, Khomochkin AP, Zolotareva EK. The effect of acid rain on ultrastructure and functional parameters of photosynthetic apparatus in pea leaves. Cell Tissue Biol. 2016;10(3): 250-257. CrossRef
Creative CommonsThis work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.