Ukr.Biochem.J. 2023; Том 95, № 5, вересень-жовтень, c. 5-21

doi: https://doi.org/10.15407/ubj95.05.005

Тіакалікс[4]арен С-1193 – афінний інгібітор натрієвої помпи, збільшує внутрішньоклітинну концентрацію іонів Са та модифікує скоротливу активність міометрія

03.01.2024   Uncategorized   No comments

Т. О. Векліч1*, С. О. Черенок2, О. В. Цимбалюк3,
О. А. Шкрабак1, С. О. Карахім1, А. І. Селіхова2,
В. І. Кальченко2, С. О. Костерін1

1Інститут біохімії ім. О. В. Палладіна НАН України, Київ;
*e-mail: veklich@biochem.kiev.ua;
2Інститут органічної хімії НАН України, Київ;
3Навчально-науковий інститут високих технологій,
Київський національний університет імені Тараса Шевченка, Україна

Отримано: 16 червня 2023; Виправлено: 31 вересня 2023;
Затверджено: 27 жовтня 2023; Доступно онлайн: 06 листопада 2023

З використанням методів ензиматичного та кінетичного аналізу було продемонстровано, що тіакалікс[4]арен-біс-гідроксиметилфосфонова кислота С-1193 має більш ефективну інгібіторну дію на Na+,K+-АТРазну активність у плазматичній мембрані клітин міометрія (І0,5 = 42,1 ± 0,6 нМ) порівняно з калікс[4]арен-біс-гідроксиметилфосфоновою кислотою С-99, і практично не впливає на питомі активності інших АТРаз, що локалізовані у цій субклітинній структурі. Методом конфокальної мікроскопії з використанням Са2+-чутливого флуоресцентного зонду fluo-4 показано, що тіакалікс[4]арен С-1193 зумовлює зростання внутрішньоклітинної концентрації Са2+ в іммобілізованих міоцитах матки. Тензометричними дослідженнями продемонстровано, що С-1193 (10 та 100 мкМ) модифікує механокінетику спонтанних ізометричних скорочень міометрія. На тлі використання С-1193 (10 мкМ) спостерігали збільшення ізометричних фазних скорочень, спричинених електромеханічним (деполяризація гіперкалієвим розчином) та фармакомеханічним спряженням (за умов дії утеротонічного гормону окситоцину, нейромедіатора ацетилхоліну та селективного агоніста мускаринових ацетилхолінових рецепторів М3-типу цевімеліну). Передба­чається, що отримані експериментальні дані, які були одержані з використанням тіакалікс[4]арену С-1193 – селективного та ефективного інгібітора Nа+,K+-АТРази, можуть мати значення для з’ясування мембранних механізмів катіонного обміну у гладеньких м’язах, зокрема, під час вивчення ролі плазматичної мембрани в забезпеченні електро- та фармакомеханічного спряження в них, а також у регуляції іонного гомеостазу в міоцитах.

Ключові слова: , , , , , , ,

Посилання:

  1. Buxton IL. Regulation of uterine function: a biochemical conundrum in the regulation of smooth muscle relaxation. Mol Pharmacol. 2004;65(5):1051-1059. PubMed, CrossRef
  2. Woodcock NA, Taylor CW, Thornton S. Effect of an oxytocin receptor antagonist and rho kinase inhibitor on the [Ca++]i sensitivity of human myometrium. Am J Obstet Gynecol. 2004;190(1):222-228. PubMed, CrossRef
  3. Arakawa TK, Mlynarczyk M, Kaushal KM, Zhang L, Ducsay CA. Long-term hypoxia alters calcium regulation in near-term ovine myometrium. Biol Reprod. 2004;71(1):156-162. PubMed, CrossRef
  4. Biser PS, Thayne KA, Fleming WW, Taylor DA. Na+, K+ ATPase α-subunit isoform distribution and abundance in guinea-pig longitudinal muscle/myenteric plexus after exposure to morphine. Brain Res. 2002;931(2):186-193. PubMed, CrossRef
  5. Geering K. FXYD proteins: new regulators of Na-K-ATPase. Am J Physiol Renal Physiol. 2006;290(2):F241-F250. PubMed, CrossRef
  6. Dos Santos L, Xavier FE, Vassallo DV, Rossoni LV. Cyclooxygenase pathway is involved in the vascular reactivity and inhibition of the Na+, K+-ATPase activity in the tail artery from L-NAME-treated rats. Life Sci. 2003;74(5):613-627. PubMed, CrossRef
  7. Jain D, Chhabra SK, Paj HG. Effect of sensitization on membrane ion fluxes & intracellular calcium in guineapigs. Indian J Med Res. 2004;120(6):534-541. PubMed
  8. Isenovic ER, Jacobs DB, Kedees MH, Sha Q, Milivojevic N, Kawakami K, Gick G, Sowers JR. Angiotensin II regulation of the Na+ pump involves the phosphatidylinositol-3 kinase and p42/44 mitogen-activated protein kinase signaling pathways in vascular smooth muscle cells. Endocrinology. 2004;145(3):1151-1160. PubMed, CrossRef
  9. Kalchenko VI, Rodik RV. Supramolecular nanomachines and smart materials. Visn Nac Acad Nauk Ukr. 2017;(1):82-88. CrossRef
  10. Kalchenko VI. Functional calixarene nanostructures. Theor Exp Chem. 2018;54(2):74-84. CrossRef
  11. Kosterin SO, Kalchenko VI, Veklich ТО, Babich LG, Shlykov SG. Calixarenes as modulators of ATP-hydrolyzing systems of smooth muscles. K.: Science opinion, 2019. 256 р.
  12. Rodik RV, Boyko VI, Kalchenko VI. Calixarenes in Biotechnology and Bio-Medical Researches. Front Med Chem. 2016;8:206-301.
    CrossRef
  13. Shkrabak OA, Veklich TO, Rodik RV, Kalchenko VI, Kosterin SO. Inhibition of plasma membrane Сa2+,Mg2+-АТРase by calixarene sulfonylamidines. Structure-activity relationship. Ukr Biochem J. 2022;94(4):18-35. CrossRef
  14. Veklich TO, Labyntseva RD, Shkrabak OA, Tsymbaluk OV, Rodik RV, Kalchenko VI, Kosterin SO. Inhibition of Nа+,K+-ATPаse and activation of myosin ATPase by calix[4]arene C-107 cause stimulation of isolated smooth muscle contractile activity. Ukr Biochem J. 2020;92(1):21-30. CrossRef
  15. Veklich TO, Shkrabak OA, Rodik RV, Boyko VI, Kalchenko VI, Kosterin SO.Spatial structure of the calixarene-aminophosphonic acids is important for their inhibition of the Na+,K+-ATPase activity in plasma membrane of smooth muscle cells. Ukr Biokhim Zhurn. 2010;82(1):21-33. (In Ukrainian). PubMed
  16. Veklich TO, Kosterin SO, Rodik RV, Cherenok SО, Boyko VI, Kalchenko VI. Effect of calixarene-phosphonic acid on Na+, K+-ATPase activity in plasma membranes of the smooth-muscle cells. Ukr Biokhim Zhurn. 2006;78(1):70-86. (In Ukrainian). PubMed
  17. Veklich TO, Shkrabak OA, Cherenok SО, Kalchenko VI, Kosterin SO. Comparative investigation of the effect of calix[4]arene C-99 and its analogs on Na+,K+-ATPase activity of uterus myocite plasma membrane. Ukr Biokhim Zhurn. 2012;84(6):49-57. (In Ukrainian). PubMed
  18. Arduini A, Fanni S, Manfredi G, Pochini A, Ungaro R, Sicuri A, Ugozzoli FJ. Direct Regioselective Formylation of Tetraalkoxycalix[4]arenes Fixed in the Cone Conformation and Synthesis of New Cavitands. J Org Chem. 1995;60(5):1448-1453. CrossRef
  19. Yang W, Wang W, Guo R, Gong L, Gong S. Convenient Direct Syntheses of Selectively para-Substituted Di-, Tri- and Tetra-Formylated Thiacalix[4]arenes. Eur J Org Chem. 2012:3326–3330. CrossRef
  20. Sekine M, Okimoto K, Yamada K, Hata T. Silyl phosphites. 15. Reactions of silyl phosphites with α-halo carbonyl compounds. Elucidation of the mechanism of the Perkow reaction and related reactions with confirmed experiments. J Org Chem. 1981;46(10):2097-2107. CrossRef
  21. Cherenok SO, Yushchenko OA, Tanchuk VYu, Mischenko IM, Samus NV, Ruban OV,I Matvieiev Y, Karpenko JA, Kukhar VP, Vovk AI, Kalchenko VI. Calix[4]arene-α-hydroxyphosphonic acids. Synthesis, stereochemistry, and inhibition of glutathione S-transferase. Arkivoc. 2012; (IV):278-298. CrossRef
  22. Veklich ТО, Kosterin SO. Comparative study of properties of Na+, K+-ATPase and Mg2+-ATPase of the myometrium plasma membrane. Ukr Biokhim Zhurn. 2005;77(2):66-75. (In Ukrainian). PubMed
  23. Bradford MM. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem. 1976;72(1-2):248-254. PubMed, CrossRef
  24. Mollard P, Mironneau J, Amedee T, Mironneau C. Electrophysiological characterization of single pregnant rat myometrial cells in short-term primary culture. Am J Physiol. 1986;250(1 Pt 1):C47-C54. PubMed, CrossRef
  25. Valente RC, Capella LS, Monteiro RQ, Rumjanek VM, Lopes AG, Capella MAM. Mechanisms of ouabain toxicity. FASEB J. 2003;17(12):1700-1702.
    PubMed, CrossRef
  26. Wang H, Haas M, Liang M, Cai T, Tian J, Li S, Xie Z. Ouabain assembles signaling cascades through the caveolar Na+/K+-ATPase. J Biol Chem. 2004;279(17):17250-17259. PubMed, CrossRef
  27. Rathbun WB, Betlach MV. Estimation of enzymically produced orthophosphate in the presence of cysteine and adenosine triphosphate. Anal Biochem. 1969;28(1):436-445. PubMed, CrossRef
  28. Mazur IuI, Veklich TO, Shkrabak OA, Mohart MA, Demchenko AM, Gerashchenko IV, Rodik RV, Kalchenko VI, Kosterin SO. Selective inhibition of smooth muscle plasma membrane transport Са2+,Mg2+-АТРase by calixarene C-90 and its activation by IPT-35 compound. Gen Physiol Biophys. 2018;37(2):223-231. CrossRef
  29. Magocsi M, Penniston JT. Ca2+ or Mg2+ nucleotide phosphohydrolases in myometrium: two ecto-enzymes. Biochim Biophys Acta. 1991;1070(1):163-172. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  30. Kosterin S, Tsymbalyuk O, Holden O. Multiparameter analysis of mechanokinetics of the contractile response of smooth muscles. Series Biomechanics. 2021;35(1):14-30.
  31. Burdyga TV, Kosterin SA. Kinetic analysis of smooth muscle relaxation. Gen Physiol Biophys. 1991;10(6):589-598. PubMed
  32. Lang J, Dvořáková H, Bartošová I, Lhotak P, Stibor I, Hrabal R. Conformational flexibility of a novel tetraethylether of thiacalix[4]arene. A comparison with the “classical” methylene-bridged compounds. Tetrahedron Lett. 1999;40(2):373-376. CrossRef
  33. Kasyan O, Healey ER, Drapailo A, Zaworotko M, Cecillon S, Coleman AW, Kalchenko V. Synthesis, Structure and Selective Upper Rim Functionalization of Long Chained Alkoxythiacalix[4]arenes. J Incl Phenom Macrocycl Chem. 2007;58:127–132. CrossRef
  34. Kosterin SO, Babich LG, Shlykov SG, Danylovych IuV, Veklich ТО, Mazur YuYu. Biochemical properties and regulation of smooth muscle cell Са2+-transporting systems. К.: Science opinion, 2016. 210 р.
  35. Noblel D, Herchuelz A. Role of Na/Ca exchange and the plasma membrane Ca2+-ATPase in cell function. Conference on Na/Ca exchange. EMBO Rep. 2007;8(3):228-232. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  36. Man’ko VV. Methodological approaches to investigation of Na+-Ca2+ exchange in exocrine secretory cells. Ukr Biokhim Zhurn. 2006;78(1):43-62. (In Ukrainian). PubMed
  37. Clausen T. Na+-K+ pump regulation and skeletal muscle contractility. Physiol Rev. 2003;83(4):1269-1324. PubMed, CrossRef
  38. Floyd RV, Mobasheri A, Wray S. Gestation changes sodium pump isoform expression, leading to changes in ouabain sensitivity, contractility, and intracellular calcium in rat uterus. Physiol Rep. 2017;5(23):e13527. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  39. Blaustein MP, Juhaszova M, Golovina VA, Church PJ, Stanley EF. Na/Ca exchanger and PMCA localization in neurons and astrocytes: functional implications. Ann N Y Acad Sci. 2002;976:356-366. PubMed, CrossRef
  40. Golovina VA, Song H, James PF, Lingrel JB, Blaustein MP. Na+ pump alpha 2-subunit expression modulates Ca2+ signaling. Am J Physiol Cell Physiol. 2003;284(2):C475-C486. PubMed, CrossRef
  41. Floyd R, Mobasheri A, Martin-Vasallo P, Wray S. Na,K-ATPase isoforms in pregnant and nonpregnant rat uterus. Ann N Y Acad Sci. 2003;986:614-616. PubMed, CrossRef
  42. Tsymbalyuk ОV. Comparative analysis of the mechanokinetics of contractile activity of myometrium smooth muscles under calixarene C-99 and ouabain action. Studia Biologica. 2014;8(1):63-72. CrossRef
  43. Matchkov VV, Moeller-Nielsen N, Dam VS, Nourian Z, Briggs Boedtkjer DM, Aalkjaer C. The α2 isoform of the Na,K-pump is important for intercellular communication, agonist-induced contraction, and EDHF-like response in rat mesenteric arteries. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2012;303(1):H36-H46. PubMed, CrossRef
  44. Hangaard L, Bouzinova EV, Staehr C, Dam VS, Kim S, Xie Z, Aalkjaer C, Matchkov VV. Na-K-ATPase regulates intercellular communication in the vascular wall via cSrc kinase-dependent connexin43 phosphorylation. Am J Physiol Cell Physiol. 2017;312(4):C385-C397. PubMed, CrossRef
  45. Zhang L, Aalkjaer C, Matchkov VV. The Na,K-ATPase-Dependent Src Kinase Signaling Changes with Mesenteric Artery Diameter. Int J Mol Sci. 2018;19(9):2489. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  46. Tsymbalyuk OV, Kosterin SO. Na+,K+-ATPase, endogenous cardiotonic steroids and their transducing role. Ukr Biokhim Zhurn. 2012;84(1):5-17. (In Ukrainian). PubMed
  47. Novakovic R, Ilic B, Beleslin-Cokic B, Radunovic N, Heinle H, Scepanovic R, Gojkovic-Bukarica L. The effect of resveratrol on contractility of non-pregnant rat uterus: the contribution of K(+) channels. J Physiol Pharmacol. 2013;64(6):795-805. PubMed
  48. Piedras-Rentería E, Stefani E, Toro L. Potassium currents in freshly dispersed myometrial cells. Am J Physiol. 1991;261(2 Pt 1):C278-C284. PubMed, CrossRef
  49. Shmygol A, Noble K, Wray S. Depletion of membrane cholesterol eliminates the Ca2+-activated component of outward potassium current and decreases membrane capacitance in rat uterine myocytes. J Physiol. 2007;581(Pt 2):445-456. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
Creative CommonsThis work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.