Ukr.Biochem.J. 2024; Том 96, № 6, листопад-грудень, c. 36-46

doi: https://doi.org/10.15407/ubj96.06.036

Очиcтка та фізико-хімічні властивості протеази Bacillus atrophaeus з еластазною і фібриногенолітичною активністю

07.04.2025   Uncategorized   No comments

О. В. Гудзенко1*, Л. Д. Варбанець1, В. О. Чернишенко2,
Є. М. Стогній2, А. М. Остапчук3, В. О. Іваниця3

1Інститут мікробіології і вірусології ім. Д. К. Заболотного НАН України, Київ;
2Інститут біохімії ім. О. В. Палладіна НАН України, Київ;
3Одеський національний університет ім. І. І. Мечникова, Одеса, Україна;
*e-mail: alena.gudzenko81@gmail.com

Отримано: 18 вересня 2024; Виправлено: 21 жовтня 2024;
Затверджено: 21 листопада 2024; Доступно онлайн: 17 грудня 2024

Мікробні протеази, які здатні розщеплювати еластин, фібрин, фібриноген і колаген, привертають увагу дослідників через їх значний біотехнологічний потенціал поряд з низькою вартістю виробництва. Раніше ми показали, що Bacillus atrophaeus 08 синтезує позаклітинний протеазний комплекс, який виявляє високу еластолітичну, фібриногенолітичну та фібринолітичну дію, а також незначну казеїнолітичну і колагеназну активність. Метою роботи було виділення та очищення протеази Bacillus atrophaeus 08 із супернатанту культуральної рідини та вивчення її фізико-хімічних властивостей і субстратної специфічності. В експерименті використовували осадження сульфатом амонію 90% насичення, гель-проникну та іонообмінну хроматографію. Згідно з отриманими даними, вихід очищеного ензиму з молекулярною масою близько 30 кДа становив 6%, його еластазна активність зросла в 30 разів (420 од/мг протеїну), а фібриногенолітична активність – у 31,8 раза (350 од/мг протеїну). Крім того, ензим також виявляв фібринолітичну дію (35,3 од/мг протеїну), незначну казеїнолітичну активність (1,2 од/мг протеїну) і відсутність колагеназної активності. Термооптимум гідролізу еластину – 37°С, рН-оптимум 3,0 і 9,0-10,0, термооптимум гідролізу фібриногену – 12°С, рН-оптимум – 4.0. Електрофорез SDS-PAAG показав, що Bβ-ланцюг фібриногену майже не розщеплювався навіть через 1 год інкубації з ензимом, тоді як Аα-ланцюг зникав уже на 30-й хв з утворенням фрагментів із молекулярною масою близько 30-45 кДа. Активність досліджуваного ензимного препарату щодо фібрину була значно нижчою, ніж до фібриногену.

Ключові слова: , , , ,

Посилання:

  1. Solanki P, Putatunda C, Kumar A, Bhatia R, Walia A. Microbial proteases: ubiquitous enzymes with innumerable uses. 3 Biotech. 2021;11(10):428. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  2. Gudzenko OV, Varbanets LD. Screening of protease producers among representatives of the genus Bacillus isolated from the coastal zone of the Kinburn split. Mikrobiol Zhurn. 2024;86(2):3-9. CrossRef
  3. Razzaq A, Shamsi S, Ali A, Ali Q, Sajjad M, Malik A, Ashraf M. Microbial Proteases Applications. Front Bioeng Biotechnol. 2019;7:110. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  4. Varbanets LD, Matseliukh EV. Peptidases of microorganisms and methods of their investigations. K.: Nauk dumka. 2014. 323 p. (In Ukrainian).
  5. Contesini FJ, Melo RR, Sato HH. An overview of Bacillus proteases: from production to application. Crit Rev Biotechnol. 2018;38(3):321-334. PubMed, CrossRef
  6. Gudzenko OV, Varbanets LD, Ivanytsia VO, Shtenikov MD. Representatives of Bacillus from deep-water bottom sediments of the Black Sea ‒ producers elastase, fibrin(ogen)ases, and collagenases. Microbiol J. 2024; 86(3):51-57. CrossRef
  7. Ivanytsia VO, Shtenikov MD, Ostapchuk AM. Facultatively-anaerobic endosporeforming bacteria of deep water bottom sediments of Black Sea. Microbiol Biotechnol. 2017;(4):94-103. CrossRef
  8. Laemmli UK. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 1970;227(5259):680-685. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  9. Lowry OH, Rosebrough NJ, Farr AL, Randall RJ. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J Biol Chem. 1951;193(1):265-275. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  10. Anson ML. The estimation of pepsin, trypsin, papain, and cathepsin with hemoglobin. J Gen Physiol. 1938;22(1):79-89. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  11. Trowbridge JO, Moon HD. Purification of human elastase. Proc Soc Exp Biol Med. 1972;141(3):928-931. PubMed, CrossRef
  12. Sharma C, Osmolovskiy A, Singh R. Microbial fibrinolytic enzymes as antithrombotics: production, characterisation and prodigious biopharmaceutical applications. Pharmaceutics. 2021;13(11):1880. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  13. Masada M. Determination of the thrombolytic activity of Natto extract. Food Style. 2004;8(1):92-95.
  14. Moore S, Stein WH. Photometric ninhydrin method for use in the chromatography of amino acids. J Biol Chem. 1948;176(1):367-388. PubMed, CrossRef
  15. Iskandarov E, Gryshchuk V, Platonov O, Kucheriavyi Y, Slominskyi O., Stohnii Y, Vartanov V, Chernyshenko V. Fractionation of Vipera berus berus Snake Venom and Detection of Bioactive Compounds Targeted to Blood Coagulation System. Southeastern Eur Med J. 2022;6(2) 20-31. CrossRef
  16. Barzkar N, Jahromi ST, Vianello F. Marine Microbial Fibrinolytic Enzymes: An Overview of Source, Production, Biochemical Properties and Thrombolytic Activity. Mar Drugs. 2022;20(1):46. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  17. Kotb E, El-Zawahry YA, Saleh GE. Isolation of a putative virulence agent, cytotoxic serine-elastase, from a newly isolated Pseudomonas aeruginosa ZuhP13. J Biosci. 2019;44(1):7. PubMed, CrossRef
  18. AlShaikh-Mubarak GA, Kotb E, Alabdalall AH, Aldayel MF. A survey of elastase-producing bacteria and characteristics of the most potent producer, Priestia megaterium gasm32. PLoS One. 2023;18(3):e0282963.
    PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  19. Lei Y, Zhao P, Li C, Zhao H, Shan Z, Wu Q. Isolation, identification and characterization of a novel elastase from Chryseobacterium indologenes. Appl Biol Chem. 2018;61(3):365-372. CrossRef
  20. Lugovskoi EV, Makogonenko EM, Komisarenko SV. Molecular mechanisms of formation and degradation of fibrin. K.: Nauk dumka, 2013. 225 p. (In Ukrainian).
Creative CommonsThis work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.