Ukr.Biochem.J. 2025; Том 97, № 6, листопад-грудень, c. 23-32

doi: https://doi.org/10.15407/ubj97.06.023

Ідентифікація K(+)-каналів різних підтипів у мітохондріях міометрія щурів із використанням модуляторів K(+)-каналів

21.04.2026   Uncategorized

М. В. Рудницька, Г. В. Данилович*, М. Р. Павлюк, Ю. В. Данилович

Інститут біохімії ім. О. В. Палладіна НАН України, Київ;
*e-mail: danylovychhanna@ukr.net

Отримано: 17 липня 2025; Виправлено: 25 вересня 2025;
Затверджено: 28 листопада 2025; Доступно онлайн: 23 грудня 2025

Іони калію регулюють транспорт Са2+ в мітохондріях, величину електричного потенціалу внутрішньої мітохондрійної мембрани, перебіг метаболічних процесів у матриксі та осморегуляцію. Метою досліджень було ідентифікувати різні підтипи K+-каналів у мітохондріях міометрія щурів. Ізольовані мітохондрії одержували з міометрія невагітних щурів лінії Вістар методом диференційного центрифугування. Акумуляцію іонів калію вивчали методом спектрофлуориметрії за допомогою K+-чутливого флуоресцентного зонду PBFI-АМ. Мітохондрії міометрія ефективно акумулювали іони калію в діапазоні концентрацій 25-150 мМ. У разі заміни іонів К на холін в еквімолярних концентраціях зростання флуоресценції зонда PBFI не спостерігали. У присутності інгібітора потенціал-керованих K+-каналів 4-амінопіридину, блокаторів Са2+-залежних K+-каналів харібдотоксину або паксиліну, інгібі­торів мітоKАТР глібенкламіду, 5-гідроксидеканоєвої кислоти або АТР спостерігали суттєве зниження флуоресцентного сигналу від PBFI. Водночас використання специфічних активаторів Са2+-залежних K+-каналів NS11021 та NS1619, а також специфічного щодо мітоKАТР кромакаліму супроводжувалося підвищенням акумуляції K+ в мітохондрії. Ефективність акумуляції K+ зростала за додавання 25-100 мкМ Са2+ у присутності 4-амінопіридину та АТР. Одержані результати свідчать на користь наявності в мітохондріях міометрія крім мітоKАТР, потенціал-керованих та Са2+-залежних підтипів K+-каналів, а також системи H+-K+-обміну.

Ключові слова: , , , ,

Посилання:

  1. Laskowski M, Augustynek B, Kulawiak B, Koprowski P, Bednarczyk P, Jarmuszkiewicz W, Szewczyk A. What do we not know about mitochondrial potassium channels? Biochim Biophys Acta. 2016;1857(8):1247-1257. PubMed, CrossRef
  2. Killilea DW, Killilea AN. Mineral requirements for mitochondrial function: A connection to redox balance and cellular differentiation. Free Radic Biol Med. 2022;182:182-191. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  3. Naima J, Ohta Y. Potassium Ions Decrease Mitochondrial Matrix pH: Implications for ATP Production and Reactive Oxygen Species Generation. Int J Mol Sci. 2024;25(2):1233. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  4. Rotko D, Kunz WS, Szewczyk A, Kulawiak B. Signaling pathways targeting mitochondrial potassium channels. Int J Biochem Cell Biol. 2020;125:105792. PubMed, CrossRef
  5. Kulawiak B, Bednarczyk P, Szewczyk A. Multidimensional Regulation of Cardiac Mitochondrial Potassium Channels. Cells. 2021;10(6):1554. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  6. Wray S, Prendergast C. The Myometrium: From Excitation to Contractions and Labour. Adv Exp Med Biol. 2019;1124:233-263. PubMed, CrossRef
  7. Burdyga T, Poul RJ. Chapter 86 ‒ Calcium Homeostasis and Signaling in Smooth Muscle. Muscle. 2012;2:1155-1171. CrossRef
  8. Bock FJ, Tait SWG. Mitochondria as multifaceted regulators of cell death. Nat Rev Mol Cell Biol. 2020;21(2):85-100. PubMed, CrossRef
  9. Alston CL, Rocha MC, Lax NZ, Turnbull DM, Taylor RW. The genetics and pathology of mitochondrial disease. J Pathol. 2017;241(2):236-250. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  10. Dan Dunn J, Alvarez LA, Zhang X, Soldati T. Reactive oxygen species and mitochondria: A nexus of cellular homeostasis. Redox Biol. 2015;6:472-485. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  11. Zhang L, Zheng Y, Xie J, Shi L. Potassium channels and their emerging role in parkinson’s disease. Brain Res Bull. 2020;160:1-7. PubMed, CrossRef
  12. Wang CH, Wei YH. Role of mitochondrial dysfunction and dysregulation of Ca2+ homeostasis in the pathophysiology of insulin resistance and type 2 diabetes. J Biomed Sci. 2017;24(1):70. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  13. Brainard AM, Korovkina VP, England SK. Potassium channels and uterine function. Semin Cell Dev Biol. 2007;18(3):332-339. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  14. Zullino S, Buzzella F, Simoncini T. Nitric oxide and the biology of pregnancy. Vascul Pharmacol. 2018;110:71-74. PubMed, CrossRef
  15. Ulrich C, Quilici DR, Schlauch KA, Buxton IL. The human uterine smooth muscle S-nitrosoproteome fingerprint in pregnancy, labor, and preterm labor. Am J Physiol Cell Physiol. 2013;305(8):C803-C816. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  16. O’Rourke B. Evidence for mitochondrial K+ channels and their role in cardioprotection. Circ Res. 2004;94(4):420-432. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  17. Szewczyk A, Jarmuszkiewicz W, Kunz WS. Mitochondrial potassium channels. IUBMB Life. 2009;61(2):134-143. PubMed, CrossRef
  18. Trombetta-Lima M, Krabbendam IE, Dolga AM. Calcium-activated potassium channels: implications for aging and age-related neurodegeneration. Int J Biochem Cell Biol. 2020;123:105748. PubMed, CrossRef
  19. Garlid KD, Paucek P. Mitochondrial potassium transport: the K(+) cycle. Biochim Biophys Acta. 2003;1606(1-3):23-41. PubMed, CrossRef
  20. Chapa-Dubocq XR, Rodríguez-Graciani KM, Escobales N, Javadov S. Mitochondrial Volume Regulation and Swelling Mechanisms in Cardiomyocytes. Antioxidants (Basel). 2023;12(8):1517. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  21. Aldakkak M, Stowe DF, Cheng Q, Kwok WM, Camara AK. Mitochondrial matrix K+ flux independent of large-conductance Ca2+-activated K+ channel opening. Am J Physiol Cell Physiol. 2010;298(3):C530-C541. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  22. Csonka C, Kupai K, Bencsik P, Görbe A, Pálóczi J, Zvara A, Puskás LG, Csont T, Ferdinandy P. Cholesterol-enriched diet inhibits cardioprotection by ATP-sensitive K+ channel activators cromakalim and diazoxide. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2014;306(3):H405-H413. PubMed, CrossRef
  23. Costa AD, Quinlan CL, Andrukhiv A, West IC, Jabůrek M, Garlid KD. The direct physiological effects of mitoK(ATP) opening on heart mitochondria. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2006;290(1):H406-H415. PubMed, CrossRef
  24. Yamada M. Mitochondrial ATP-sensitive K+ channels, protectors of the heart. J Physiol. 2010;588(Pt 2):283-286. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  25. Piwonska M, Wilczek E, Szewczyk A, Wilczynski GM. Differential distribution of Ca2+-activated potassium channel beta4 subunit in rat brain: immunolocalization in neuronal mitochondria. Neuroscience. 2008;153(2):446-460. PubMed, CrossRef
  26. Gulbins E, Sassi N, Grassmè H, Zoratti M, Szabò I. Role of Kv1.3 mitochondrial potassium channel in apoptotic signalling in lymphocytes. Biochim Biophys Acta. 2010;1797(6-7):1251-1259. PubMed, CrossRef
  27. Wrzosek A, Augustynek B, Żochowska M, Szewczyk A. Mitochondrial Potassium Channels as Druggable Targets. Biomolecules. 2020;10(8):1200. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  28. Inoue I, Nagase H, Kishi K, Higuti T. ATP-sensitive K+ channel in the mitochondrial inner membrane. Nature. 1991;352(6332):244-247. PubMed, CrossRef
  29. Kicinska A, Augustynek B, Kulawiak B, Jarmuszkiewicz W, Szewczyk A, Bednarczyk P. A large-conductance calcium-regulated K+ channel in human dermal fibroblast mitochondria. Biochem J. 2016;473(23):4457-4471. PubMed, CrossRef
  30. Szabo I, Zoratti M. Mitochondrial channels: ion fluxes and more. Physiol Rev. 2014;94(2):519-608.
    PubMed, CrossRef
  31. Kravenska Y, Checchetto V, Szabo I. Routes for Potassium Ions across Mitochondrial Membranes: A Biophysical Point of View with Special Focus on the ATP-Sensitive K+ Channel. Biomolecules. 2021;11(8):1172. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  32. Augustynek B, Kunz WS, Szewczyk A. Guide to the Pharmacology of Mitochondrial Potassium Channels. Handb Exp Pharmacol. 2017;240:103-127. PubMed, CrossRef
  33. Vadzyuk OB, Kosterin SO. Mitochondria from rat uterine smooth muscle possess ATP-sensitive potassium channel. Saudi J Biol Sci. 2018;25(3):551-557. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  34. Bradford MM. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem. 1976;72:248-254. PubMed, CrossRef
  35. Kasner SE, Ganz MB. Regulation of intracellular potassium in mesangial cells: a fluorescence analysis using the dye, PBFI. Am J Physiol. 1992;262(3 Pt 2):F462-F467. PubMed, CrossRef
  36. Garlid KD. Unmasking the mitochondrial K/H exchanger: tetraethylammonium-induced K+-loss. Biochem Biophys Res Commun. 1979;87(3):842-847. PubMed, CrossRef
  37. Smith RC, McClure MC, Smith MA, Abel PW, Bradley ME. The role of voltage-gated potassium channels in the regulation of mouse uterine contractility. Reprod Biol Endocrinol. 2007;5:41. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  38. Paggio A, Checchetto V, Campo A, Menabò R, Di Marco G, Di Lisa F, Szabo I, Rizzuto R, De Stefani D. Identification of an ATP-sensitive potassium channel in mitochondria. Nature. 2019;572(7771):609-613. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  39. Shah DA, Khalil RA. Bioactive factors in uteroplacental and systemic circulation link placental ischemia to generalized vascular dysfunction in hypertensive pregnancy and preeclampsia. Biochem Pharmacol. 2015;95(4):211-226. PubMed, PubMedCentral, CrossRef
  40. Yang W, Cheng Z, Dai H. Calcium concentration response to uterine ischemia: a comparison of uterine fibroid cells and adjacent normal myometrial cells. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 2014;174:123-127. PubMed, CrossRef
Creative CommonsThis work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.